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Canal de K+  
     
 
 

1. Papel fisiológico de los canales de K+

Los canales de K+ constituyen el grupo más numeroso, heterogéneo y ubícuo de proteínas estructurales de membrana. En las células cardiacas, los canales de K+ juegan un importante papel en el mantenimiento del potencial de reposo celular, la frecuencia de disparo de las células automáticas, la liberación de neurotransmisores y la morfología y duración de los PA y constituyen la diana sobre la que actúan diversos neurotransmisores,, hormonas, fármacos y toxinas que modifican la función cardiaca (Tamargo et al., 2004; Nerbonne and Kass 2005)

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2. Clasificación de los canales de K+

Los canales de K+ se pueden clasificar atendiendo a su topología, es decir, al número de poros y de segmentos transmembrana (TM) del canal (denominados S en los canales Kv y M en los canales no activados por voltaje), así como atendiendo a las diferencias en sus propiedades funcionales y farmacológicas (Alexander et al., 2011; Coetzee et al., 1999; Jenkinson et al., 2006; Lüscher y Slesinger 2010; Nerbonne y Kass 2005; Tamargo et al., 2004).

Los canales de K+ están formados por el ensamblaje de subunidades α y β que forman el poro del canal y diversas subunidades β. Se han identificado y clonado más de 80 genes que codifican diversos canales de K+ humanos (1-4,11). Los genes que codifican las subunidades α y β de los canales de K+ cardiacos se muestran en la Tabla 1.

Atendiendo a la topología hablamos de:

  1. Canales formados por 2 segmentos transmembrana (M1 y M2, análogos a los segmentos S5-S6 de los canales Kv) y 1 poro (2TM/1P). A este grupo pertenecen los canales rectificadores internos responsables de las corrientes I K1 (Kir2.1-2.4), IKACh (Kir6.1-6.2) e IKACh (Kir3.1, Kir3.4).
  2. Canales formados por 6 segmentos transmembrana y 1 poro (6TM/1P). A este grupo pertenecen: a) los canales voltaje-dependientes (Kv) de las familias Shaker (Kv1.1-1.8), Shab (Kv2.1-2.2), Shal (Kv3.1-3.4), Shaw (Kv4.1-Kv4.3), KCNQ (Kv7.1-7.5) y hERG (Kv10.1-10.2, Kv11.1-11.3, Kv12.1-12.3). Los miembros de las subfamilias KV5-9 no expresan corrientes por sí mismos, pero pueden regular la actividad de otros canales Kv. b) Los activados por Ca2+ de la familia Maxi-K or Slo (Big conductance: K Ca 1.1, K Ca 4.1-4.2 y K Ca 5.1) y SK (Small conductance: K Ca 2.1-2.3 y K Ca 3.1).
  3. Canales formados por 4 segmentos transmembrana y 2 poros (4TM/2P) o K2P, responsables de corrientes background. Mientras que canales 2TM/1P y 6TM/1P se ensamblan como tetrámeros, los canales 4TM/2P se supone que forman dímeros a fin de mantener la simetría de 4 subunidades α alrededor del poro.

Por otro lado, los canales de K+ se pueden clasificar en:

a. Activados por cambios de voltaje (Kv). A este grupo pertenecen los canales Kv que generan las corrientes I to, IKur, IKr, IKs e I K1 que participan en la génesis del PA cardiaco, así como los canales activados al aumentar la concentración intracelular de Ca2+ (KCNM y KCNN). Estos canales se activan-abren durante la despolarización celular y, por su distinta cinética de activación-inactivación, participan en las diferentes fases de la repolarización del potencial de acción celular, modulando la frecuencia y morfología del mismo.

b. Activados por ligandos. A este grupo pertenecen los canales de K+ que generan las corrientes IKACh e IKACh que participan en la repolarización del PA cardiaco.

 
 

Corriente

Subunidad α

Subunidad ß

 

Proteína

Gen

Locus

Proteína

Gen

Locus

I to1

Kv4.3

KCND3

11p15.1

KChIP2

KCNIP2

10q25

 

 

 

 

DPPX

DPP6

7q36.2-36.3

 

 

 

 

MiRP1

KCNE2

21q22.12

 

 

 

 

MiRP2

KCNE3

11q13-q14

 

 

 

 

MiRP2

KCNE3

11q13

 

 

 

 

MiRP4

KCNE5

Xq22

 

 

 

 

KChAP

PIAS3

1q12

 

Kv1.4

KCNA4

11P14.3-15.2

 

 

 

 

Kv4.1

KCND1

Xp11.23

KChIP1

KCNIP1

5q35

 

Kv4.2

KCND2

7q31

KChIP2

KCNIP2

10q25

 

 

 

 

DPP6

DPP6

7q36.2-36.3

IKur

Kv1.5

KCNA5

12p13.3

Kvß1

KCNAB1

3q25

 

 

 

 

Kvß2

KCNAB2

1p36.3

IKs

Kv7.1 (KCNQ1)

KCNQ1

11p15.5

MinK

KCNE1

21q22.1-q22.2

IKr

Kv11.1 (HERG)

KCNH2

7q35-36

MinK

KCNE1

21q22.1-q22.2

 

 

 

 

MiRP1

KCNE2

21q22.1

IK1

Kir2.1 (IRK1)

KCNJ2

17q23

 

 

 

 

Kir2.2 (IRK2)

KCNJ12

17p11.2

 

 

 

IKACh

Kir3.1 (GIRK1)

KCNJ3

2q24.1

 

 

 

 

Kir3.4 (GIRK4)

KCNJ5

11q25

 

 

 

IKATP

Kir6.2 (BIR)

KCNJ11

11p15.1

SUR2A

ABCC9

12p12.1

K2P

K2P 1.1 (TWIK-1)

KCNK1

lq42-43

 

 

 

 

K2P 2.1 (TREK-1)

KCNK2

lq41

 

 

 

 

K2P 3.1 (TASK-1)

KCNK3

2p24.1-23.3

 

 

 

 

K2P 5.1 (TASK-2)

KCNK5

6p21

 

 

 

 

K2P 6.1 (TWIK-2)

KCNK6

19q13-1

 

 

 

 

K2P 9.1 (TASK-3)

KCNK9

8q24-3

 

 

 

 

K2P 10.1 (TREK-1)

KCNK10

14q31

 

 

 

 

K2P 13.1 (THIK-1)

KCNK13

14q24.1-24.3

 

 

 

 

K2P 17.1 (TASK-4)

KCNK17

6p21.1-2

 

 

 

Tabla. Genes que codifican las subunidades α y β y b de los canales de K+ cardiacos
Modificado de Tamargo y cols., 2004b.

DDP6: dipeptidil peptidasa 6. KChIPs: Kv Channel Interacting Proteins. KChAPs: K+ Channel-Associated Proteins. MinK: Minimal K+ channel subunit. MiRP: MinK-Related Peptide.

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3. Canales de K que presentan 6 segmentos transmembrana y 1 poro (6TM-1P)

Los canales funcionales resultan del ensamblaje entre 4 subunidades α y β y 4 β, formando homo o heterotetrámeros. Cuando el canal es un homotetrámero, las cuatro subunidades α y β están codificadas por el mismo gen, mientras que los heterotetrámeros están constituidos por productos de distintos genes, pero siempre de la misma subfamilia.

La conductancia a través de los canales de K+ no es lineal, sino que canales conducen iones K+ más efectivamente en un sentido que en otro (hacia el exterior/interior de la célula) al modificar el potencial de membrana. La rectificación externa tiene lugar cuando la despolarización facilita la apertura de los canales de K+, por lo que aquellos que presentan este tipo de rectificación facilitan la repolarización del potencial de acción y disminuyen la excitabilidad celular. Los canales de K+ que presentan rectificación interna se cierran al despolarizar la membrana, por lo que participan en el mantenimiento del potencial de membrana celular.

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4. Subunidad α de los canales Kv

Es la unidad central del canal, ya que contiene el poro conductor, el filtro de selectividad que permite el paso de K+ frente a otros cationes, el sensor de voltaje que controla los mecanismos que regulan la cinética de apertura y cierre del canal y los puntos de unión para los ligandos endógenos y fármacos. Presenta 6 segmentos que atraviesan la membrana (S1-S6) con estructura secundaria de a-hélice conectadas entre sí, de los que 5 son hidrofóbicos (S1-S3, S5, S6) y uno (S4) está cargado positivamente (contiene arginina o lisina cada 3 residuos) y los extremos carboxi (C-) y amino (N)-terminales son intracelulares (Cotzee et al., 1998; MacKinnon 1991, 2003; Pongs et al., 1992; Tamargo et al., 2004; Yellen et al., 2002).

El poro iónico está formado por el segmento que une los segmentos S5 y S6 (segmento P), los segmentos S5 y S6 y la región peptídica que une S4 y S5. La boca interna del canal está formado por el segmento que une los segmentos S4 y S5 y las regiones citoplasmáticas de los segmentos S5 y S6, mientras que la boca externa la forman la región P y la parte extracelular de los segmentos S5 y S6. El segmento P contiene la secuencia muy conservada [ (T/S)xxTxGYG] que determina la selectividad del poro para el K+ (MacKinnon 1991; Heginbotham et al., 1994). El segmento de unión de S4-S5 también forma parte del receptor para la partícula de inactivación.

La región P consta de 19 aminoácidos y penetra en el interior de la membrana. Los primeros 8 aminoácidos (D431-V438) y los 3 últimos (D447-T449) se localizan a la entrada del poro, observándose que la sensibilidad al tetraetilamonio cuando se aplica a la superficie extracelular (TEAo) del canal aumenta casi 50 veces cuando la T 449 se reemplaza por tirosina, cisteína o fenilalanina, mientras que la mutación de este residuo por lisina, arginina, glutamato o valina reduce la sensibilidad al TEAo y la amplitud de la corriente y suprime la rectificación del canal. En el centro del segmento P se encuentra la secuencia VTMTTV, habiéndose demostrado que la T 441 se localiza en la porción más profunda del poro y contribuye a la unión del TEA cuando ésta se administra intracelularmente.

El sensor de voltaje e stá formado por el segmento S4, que presenta cada 3 residuos un aminoácido cargado positivamente [X-X-(arginina/lisina)] y por las cargas negativas de los segmentos S2 y S3, que ejercen una acción electrostática con el segmento S4 (Liman y cols., 1991; MacKinnon, 1991; Pongs, 1992). La apertura y cierre del canal generan un movimiento del sensor de voltaje de » 12-13 e o a través del campo eléctrico transmembrana que genera una corriente, denominada corriente de gating (Bezanilla 2000). Mutaciones que neutralizan los aminoácidos cargados en S4 desplazan el valor del punto medio de activación del canal, lo que indica que participa en el cambio conformacional que conlleva a su apertura (Liman et al., 1991; Papazian et al., 1991).

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5. Subunidad α de los canales de K+ activados por Ca2+ (KCa)

Los monómeros de los canales de K + de alta conductancia (BKCa) activados por Ca2+ [BK(Ca)] están codificados por el gen KCNMA1. La Subunidad α presenta (Figura) un extremo N-terminal extracelular, 7 segmentos transmembrana (S0-S6; S1-S4 forma el sensor de voltaje y S5-S6 el poro del canal y contiene el filtro de selectividad) y un largo dominio C-terminal (CTD) intracelular que contiene dos dominios RCK (motifs regulating the conductance of K+), el segundo de los cuales que contienen los puntos de unión para el Ca2+ (Yuan et al., Science 2010) (Figura). Las subunidades β codificadas por genes KCNMB1-4 se ensamblan con las subunidades α y β formando un canal tetramérico. Las subunidades ß1 and ß2 akteran la dependencia de Ca2+; la ß3 altera el gating del canal (facilitando su inactivación) y la ß4 modula a través de procesos de fosforilación las subunidades.

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6. Cinética de los canales Kv

Los canales tipo Shaker adoptan 3 estados conformacionales: un estado abierto (O), y dos no conductores, cerrado (C) e inactivo (I) (Zagotta y Aldrich, 1990a,b). Durante la despolarización celular, los canales Kv se activan con una cinética sigmoidal que sugiere que deben moverse a través de diversos estados no conductores, primero hacia un estado cerrado desde el cual el canal puede abrirse (C*) y, posteriormente, de C* a O: C <> C <> Cn <> C* <> O <> I. A continuaciónlos canales entran en un estado no conductor-I, lo que conduce a una disminucuión de la corriente. La inactivación del canal puede realizarse desde el estado abierto (O > I) o sin que el canal se abra (C* > I), mientras que la deactivación (I <> O) tiene lugar cuando la membrana se hiperpolariza. Una vez que el canal se encuentra en el estado C, está en condiciones de activarse de nuevo.

La inactivación tiene lugar por dos mecanismos, uno rápido o tipo N y otro lento o tipo C, que implican a los extremos correspondientes de la Subunidad α que forma el canal (Yellen, 2002). La inactivación rápida aparece en canales que generan corrientes transitorias (Kv1.1 y Kv1.4, Kv4.2 y Kv4.3, Kv3.1-3.4 y KCNM) y se explica por un mecanismo de"cadena y pelota"(Coetzee et al., 1999; Rassmusson et al., 1998). En este modelo, los primeros 20-22 aminoácidos de cada uno de los 4 extremos N-terminales formarían una"pelota de inactivación"que se une a través de una cadena de aminoácidos (residuos 23-83) a un receptor cargado negativamente, localizado en la boca intracitoplasmática del canal, que puede ser ocupado tras la apertura del canal, produciendo su rápida inactivación (1-10 ms). La inactivación rápida se abole tras la administración intracelular de TEA (no por el TEAo) y por mutaciones que suprimen los primeros 22 aminoácidos del extremo N-terminal o rompen la secuencia de los segmentos hidrofóbicos S4-S5 y se restaura tras adicionar el péptido eliminado (Hoshi et al., 1991, Lopez-Barneo et al., 1993; MacKinnon and Yellen, 1990).

La inactivación lenta tipo-C de los canales Kv1.2, Kv1.5, Kv2.1 y KCNH2 está determinada por el filtro de selectividad y la boca externa del poro del canal (López-Barneo et al., 1993; Rasmusson y cols., 1998). Se ha descrito que la alanina469 del segmento S6 y la treonina localizada en la porción extracelular del lazo P (Thr449) juegan un papel fundamental en este tipo de inactivación (Hoshi y cols., 1990; Pong et al., 1992; López-Barneo y cols., 1993). La inactivación tipo-C se suprime cuando se realizan mutaciones en residuos situados en la boca extracelular del canal y en residuos situados en la porción extracelular del segmento S6 y se enlentece tras la aplicación de TEAo y al aumentar la [K+ ] e, debido a la interacción del K+ con un sitio de alta afinidad situado en la cara externa del poro iónico del canal, que impide que se produzca el cierre de la boca del canal, retrasando la inactivación (López- Barneo et al., 1993).

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7. Subunidades auxiliares

Aunque la expresión de las subunidades α y β es suficiente para generar canales de K+ funcionales, su coexpresión con subunidades α auxiliares o accesorias es necesaria para reproducir las características de los canales nativos (Tabla). Estas subunidades controlan la expresión y/o transporte a la membrana celular de los canales, el gating de los canales y pueden servir como sitio de unión de ligandos exógenos o endógenos que regulan el canal (Hanlon and Wallace, 2002).

Las subunidades β de los canales de K+ representan un grupo molecular diverso (Figura).

1) Algunas subunidades β carecen de segmentos transmembrana y de puntos de glicosilación, lo que sugiere que se trata de proteínas intracitoplasmáticas [Kv b 1.1, Kv b 1.2, Kv b 1.3 y Kv b 2, KCHIP (Kv Protein Interaction Channel) y KChAP (K+ Canal Associated Protein) ] que interactúan con los dominios intracelulares de canales Kv.

2) Otras subunidades son proteínas con un segmento transmembrana (123-129 aminoácidos), un dominio N-terminal extracelular y un dominio C-terminal intracelular, como MinK (Minimal K+ channel subunit) y MinK-Related Proteins (MiRPs) codificadas por genes de la familia KCNE, y

3) proteínas transportadores ABC, como los receptores de sulfonilureas (SUR, que contienen 12 segmentos transmembrana y dos puntos de unión de nucleótidos) presentes en las canales con rectificación interna (Kir6.1-6.2). Aunque MinK funciona como una Subunidad αuxiliar que se ensambla con KCNQ1 para formar los canales responsables de la IKs (Tristani-Firouzi y Sanguinetti, 2003), MinK también puede modular la densidad de los canales HERG1 cuando se sobreexpresa en sistemas de expresión heterólogos.

La interacción entre las subunidades α y β y b de los canales Shaker se produce entre dominios (T1) situados en el extremo N-terminal de la Subunidad α y el C-terminal de la subunidad b (Wang y cols., 1996; Gulbis et al., 2000). Las subunidades Kv b 1.1-1.3, Kv b 2.1 y Kv b 3.1 se asocian a subunidades α y β de canales Kv1 y las Kv b 4 a los canales Kv2. Las subunidades Kv ß 1.1-1.3 aceleran la inactivación tipo-N de los canales Kv1.1, Kv1.2 y Kv1.4 y la tipo-C del canal Kv1.5 y desplazan la curva de activación hacia niveles más negativos de potencial de membrana. Además, las subunidades Kv b 1.2 y Kv b 1.3 modifican la velocidad de deactivación de los canales Kv1.4. La Kv b 2.1 acelera la inactivación tipo-N del canal Kv1.4 y la tipo-C del canal Kv1.5, a la vez que facilita que la activación tenga lugar a niveles más negativos de potencial de membrana. Las subunidades Kv ß 1.1, Kv b 2.1, Kv ß 4.1 y KChAP pueden actuar actúan como chaperones que facilitan la expresión de las subunidades α y β en ciertos puntos de la membrana donde se unen a las proteínas que los dominios PDZ presentes y SH3 (Accili et al., 1997; England et al., 1995; Morales et al., 1995).

La subunidad MinK (Minimal K+ channel subunit) interactúa con diversas subunidades α y β (Kv7.1, Kv11.1 y Kv4.3), por lo que podría regular las corrientes I Ks, I Kr e I to, respectivamente. Las subunidades MirP (MinK-Related Peptides) se pueden asociar a las subunidades Kv11.1 (Barhanin et al., 1996; Sanguinetti et al., 1996), Kv7.1 (McDonald et al., 1997) y Kv4.2 y, de este modo, regular las corrientes I Ks, I Kr e I to (McCrossan y Abbott, 2004).

MiRP1 (KCNE2) actúa como una unidad accesoria de ERG1 (KCNH2) para generar la I Kr (Abbott y Golstein, 2001). En sistemas heterólogos Mirp puede ensamblarse con distintas subunidades α y β de los canales Kv (Abbott et al, 2001; Zhang et al, 2001) y modificar sus propiedades funcionales y/o su expresión en la superficie celular. MiRP1 también puede asociarse con canales catiónicos activados por la hiperpolarización y nucleótidos cíclicos (HCN), lo que sugiere un papel para la subunidad MiRP1 en la regulación de las corrientes de marcapaso de las células caridcas (Yu et al., 2001).

Las subunidades Kvß1.1, Kvß2.1, Kvß4.1 y KAchAP (K+ Channel-Associated Protein) podrían actuar como chaperones, facilitando la expresión de las subunidades α y β en determinados puntos de la membrana en los que se unen a una superfamlia de proteínas que presentan dominios PDZ y SH3. Las subunidades KChIPs (Kv Channel Interaction Protein) regulan la función y expresión de los canales que generan corrientes transitorias sensibles a 4-aminopiridina (Kv2.1, Kv1.3 y Kv4.3) (An y cols., 2000; Patel y cols., 2002) y la subunidad KChAP (K+ Channel Associated Protein) puede unirse al extremo N-terminal de los canales Kv1.3, Kv2.1 y Kv4.3 aumentando la densidad total de la corriente, lo que sugiere un papel tipo chaperona (Wible y cols., 1998; Kuryshev y cols., 2000). La dipeptidil peptidasa 6 (DPP6) es una glicoproteína de membrana con un largo extremo C-terminal extracelular que puede ser regular tanto el tráfico como la cinética de los canales Kv4.x (R adicke y cols., 2005, Wada y cols., 1992; Kin y cols., 2001; Nadal y cols., 2003).

KChIP1-4 pertenecen a la familia de los sensores de Ca2+ neuronal de la familia NCS que interactúa directamente con el dominio N-terminal de los canales de tipo Shal Kv4 (Kv4.1, Kv4.2 y Kv4.3) para modular su expresión en la superficie celular y su función (An y cols, 2000; Patel y cols, 2002). Las proteínas KCHIP retrasan la inactivación de la corriente, aceleran la recuperación de la inactivación y desplazan la dependencia de voltaje de la activación del canal (An y cols., 2000; Nerbonne and Kass, 2005).

La subunidad KChAP, un miembro de la familia de proteínas de unión al factor de transcripción, se puede unir al N-terminal de los canales Kv1.3, Kv2.1 y Kv4.3 aumentando la densidad de la corriente sin afectar sus propiedades voltaje- y tiempo-depenidentes, lo que sugiere que podrían actuar como chaperones (Wible et al, 1998; Kuryshev et al, 2000). La dipeptidil peptidasa 6 (DPP6) es una glicoproteína de membrana con un largo extremo C- terminal que puede regular tanto el tráfico y como la cinética de los canales de Kv4.x (Radicke et al, 2005, Wada et al, 1992; Kin et al., 2001; Nadal et al, 2003).

Otra Subunidad αccesoria de los canales canal Kv es la DPPX o DPP6, una glicoproteína integral de la membrana integral con un dominio C -terminal extracelular bastante grande, que interactúan específicamente con las subunidades Kv 4.

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Figura. Subunidades reguladoras de canales iónicos.
(A) Ensamblaje de la Subunidad α de canales Kv a través del extremo N-terminal a un tetrámero citoplasmático de subunidades β. (B) Interacción de la Subunidad α del canal Kv4.2 a 4 subunidades citoplasmáticas KChIP y a la subunidad DPPX. (C) Asociación del canal Kv7.1 con 2 subunidades MinK para generar la IKs. Se observa el complejo macromolecular del canal con la proteína adaptadora yotiao, que a su vez se une a las enzimas reguladoras de la PKA y de la proteína fosfatasa 1. (D) Complejo formado por una Subunidad α del canal Kv11.1 que genera la IKr, las subunidades reguladoras MiRP y KChAP y una proteína de densidad postsináptica (PSD). Adaptada de McCrossan y Abbott, 2004.
 

8. Canales que presentan dos segmentos transmembrana y 1 poro (2 TM-1P)

Dentro de este grupo existen 7 familias (Kir1.x-Kir7.x) codificadas por genes KCNJ, que generan corrientes que presentan rectificación interna (KIr), es decir, que conducen más iones K+ hacia el interior que hacia el exterior de la célula (Lopatin and Nichols, 2001). La conductancia de los canales Kir es máxima a potenciales cercanos al nivel del potencial de equilibrio para el K+ (-90 mV), pero disminuye con la despolarización, por lo que juegan un importante papel en el control del potencial de reposo celular y en la repolarización celular.

Los canales Kir, a su vez, pueden subclasificarse en 4 grupos:

a) Los canales Kir clásicos (Kir2.x) son constitutivamente activos. El gen KCNJ2 codifica el canal Kir2.1 responsable de la corriente I K1 (Lopatin y Nichols, 2001). A potenciales de membrana negativos la conductancia del canal K1 es mucho mayor que la de cualquier otra corriente, por lo que la IK1 es la corriente que normalmente determina el el potencial de reposo de las fibras de Purkinje, así como de los miocitos auriculares y ventriculares cerca del potencial de inversión para el K+ (E K). En la despolarización, los canales que generan la IK1 se cierran de forma casi inmediata y permanecen cerrados durante la fase de meseta del PA, volviendo a abrirse y abrirá de nuevo a potenciales negativos a -20 mV. Por lo tanto, I K1 contribuye a la fase 3 de la repolarización cardiaca. La marcada rectificación interna de estos canalesse Kir es debida al bloqueo voltaje-dependiente que de los mismos producen los niveles intracelulares de Mg 2+ intracelular (Vandenberg, 1987) y diversas poliaminas (espermina, espermidina, putrescina) que ocluyen el vestíbulo interno del poro tras la despolarización de la membrana (Lopatin y Nichols, 2001). Los iones Mg 2+ bloquean los canales con una K D baja K D (10.5 m M a + 30 mV), por lo que a las concentraciones fisiológicas citoplasmáticas de Mg 2+ (0,5- 2 mM), la velocidad del bloqueo es tan rápida que la rectificación interna aparece como un proceso instantáneo.

La IK1 está directamente regulada por el fosfatidilinositol bifosfato (PIP2) (Huang et al., 1998) y diversas mutaciones (R67W, D71N, T75R, G146D, R189I, R218W, G300D, R312C) observadas en pacientes con síndrome de Andersen se localizan en la región de unión a PIP2 del canal Kir2.1, lo que sugiere que las alteraciones en los efectos moduladores del canal PIP2 (Donaldson et al., 2003).Sin embargo, la densidad de la IK1 es muy baja o indetectable en las células de los nódulos SA y AV, lo que puede explicar por qué los potenciales de membrana en reposo en estas células están mucho más despolarizados (-60 a -45 mV) que los de las células musculares circundantes (-80 a -85 mV).

b) Los canales acoplados a proteínas G (Kir3.x), que generan las corrientes de K+ activadas por la Ach (I KAch) y adenosina (I KAdo) tras estimular, respectivamente, a sus receptores M2 y A1.

c) Los canales sensibles al ATP (Kir6.x), que heteromerizan con el receptor de sulfonilureas-SUR y median la corriente sensible a ATP (I KATP). Los niveles intracelulares fisiológicos de ATP inhiben la apertura de estos canales, lo que permite acoplar el metabolismo cardiaco a potencial de membrana (Seino y Miki, 2003; Tamargo et al., 2004).
La apertura de los canales I KATP durante la isquemia o la hipoxia produce un acortamiento del PA que minimiza la salida de K+ (Tamargo et al., 2004) y podría contribuir a la cardioprotección producida por el fenómeno de precondicionamiento isquémico (Grover y Garlid, 2000).

d) Canales transportadores de K+ (Kir1.x, Kir4.x y Kir7.x).

Estructura. Los canales Kir (Kir1.x-Kir7.x) están formados por homo o heterotetrámeros de 4 subunidades α y β y 4 b. La Subunidad α está formada por dos segmentos transmembrana (M1, M2), similares a los S5 y S6 de la familia Shaker, entre los que se dispone la región P de 30 aminoácidos en la que se encuentra una porción con estructura a y contiene la secuencia G(Y/F)G que constituye el filtro de selectividad el canal y los extremos N- y C-terminales que son citoplasmáticos (Coetzee et al., 1999; Nerbonne and Kass, 2005; Tamargo et al., 2004; Lopatin and Nichols, 2001; Seino and Miki, 2003; Doyle y cols., 199 8). Aunque los canales Kir no presentan un dominio análogo al S4 de otros canales iónicos (sensor de voltaje) existe una región, denominada M0, con cierta homología y con repeticiones de residuos cargados. El dominio C-terminal también participa en la selectividad iónica y en la rectificación interna del canal y presenta una secuencia (S/T-X-V/I) que permite su unión a proteínas de anclaje (PDZ, PSD-95/SAP90) de la membrana.

Otros canales Kir. A este grupo pertenecen también los canales que se activan por acetilcolina o adenosina (a / b = Kir3.1/Kir3.4) o cuando disminuye la concentración intracelular de ATP (a / b = Kir6.2/SUR2A), algo que sucede en situaciones de isquemia cardíaca. La subunidad SUR2A (receptor de sulfonilureas) presenta 3 dominios transmembrana (TMD0, TMD1, TMD2), que contienen 5, 5 y 6 segmentos transmembrana y dos puntos de unión intracitoplasmáticos para nucleótidos (NBF-1 y NBF-2), que se localizan en el segmento que une TMD1 y TMD2 y en el extermo C-terminal.

Los canales cardiacos K ATP octámeros heteroméricos, que resultan del ensamblaje de 4 subunidades α y β (Kir6.2), codificadas por el gen KCNJ11, y cuatro subunidades reguladoras SUR2A, codificadas por el gen ABCC9 (Fig. 2B) (Seino and Miki, 2003). La subunidad SUR2A presenta tres dominios transmembrana (TMD0, TMD1, and TMD2), cada cada uno de los cuales consta de cinco, seis y seis regiones que atraviesan la membrana y áreas de unión de nucleótidos (NBF-1 y NBF-2) situados en el lazo que une los dominios TMD1 y TMD2 y el extremo C-terminal (Seino y Miki, 2003). La subunidad SUR2A confiere la sensibilidad a MgADP, sulfonilureas y agonistas de los canales de K+ (Tamargo et al., 224). También existe un motivo de retención en el retículo endoplásmico (RKR) en la región C-terminal del canal Kir6.2 y en un bucle intracelular entre TMD1 y NBF-1 en SUR2A que evita su expresión en la superficie en ausencia de la otra subunidad.

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9. Canales con 4 segmentos transmembrana y dos poros (K2P)

Presentan 4 segmentos transmembrana (TMS1-4) y dos poros y son extremos N-y C-terminales son intracelulares, A diferencia de los canales Kv y Kir que se ensamblan como tetrámeros, los canales K2P existen como homodímeros o heterodímeros. Cada uno de los (dos) dominios del poro en cada Subunidad α contribuye a la formación del poro (Lesage F y Lazdunski 2000; Pael y Honore 2001; O'Connel et al, 2002). El motivo G(Y/C)G convencional que confiere la selectividad al K+ se conserva en el lazo deol primer poro, pero se sustituye por G(F/L)G en el segundo. Las corrientes generadas por los canales K2P muestran dependencia de voltaje y de tiempo y sus curvas I/V puedend escribirse siguiendo la ecuación de Goldman-Hodgkin-Katz (GHK), lo que sugiere que regularían el potencial de membrana en reposo y la excitabilidad celular. Hay cuatro clases de canales K2P cardiacos: TASK, TWIK, TREK y THIK.

Los miembros de varias subfamilias de subunidades K2P dan lugar a corrientes selectivas de K+, pero que presentan distintas propiedades voltaje- y iempo-dependientes y con distinta selectividad a a diversos moduladores, tales como pH, ácidos grasos y anestésicos (Tamargo et al, 2004; Lesage F y Lazdunski 2000). La expresión heteróloga de TREK-1 y TASK-1 dan lugar a corrientes instantáneas, no-inactivantes, de K+ que muestran poca o ninguna dependencia de voltaje, lo que sugiere que las subunidades contribuyen a las corrientes de"goteo"(background) de K+ cardiacas (Tamargo et al., 2004). La superficie externa del poro juega un papel crítico en el gating de los canales K2P, en una forma que recuerda la de inactivación tipo-C de los canales Kv. Se ha sugerido que los canales K2P también poseen una compuerta de activación inferior que está acoplada a la puerta de poro exterior.
Canales K2P controlan el potencial de reposo en muchas células y ello les permite controlar directamente la excitabilidad celular. Estos canales están regulados por diversos factores voltaje-independientes, tales como parámetros fisico-químicos: pH, acidosis, temperatura, distensión mecánica o ácidos grasos insaturados (Enyedi y Czirják, 2010). La activación de las vías de señalización Gs-AMPc-PKA y Gq-PLC-DAG-PKC inhiben los canales TREK a través de la fosforilación de residuos de serina localizados en el extremo C-terminal. L os canales TREK- 1 se activan a través de la vía NO-GMPc-PKG, pero el sitio de fosforilación en la PKG está ausente en TREK- 2.

Farmacológicamente, los canales K2P son la diana de diversos antidepresivos, anestésicos inhalatorios, agentes neuroprotectores, y estimulantes respiratorios (Tamargo et al., 2004).Los canales TASK-1 and TASK-3 se inhibiben en medio ácido (que protona H98 en el TSM1) y anandoamida. La hypoxia inhibe TASK de forma indirecta, variadno la vía de señalización según el tipo celular. Sin embargo, los canales TASK se activan por halotano e isofluorano, pero a diferencia de los canales TREK, no se modflan por el éter o el cloroformo.

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10. El componente de activación rápida de la corriente rectificadora de salida de K+ (IKr)

La IKr juega un papel importante en la fase 3 de repolarización cardiaca y en el control de la duración del PA y de la refractariedad auricular y ventricular. La corriente nativa resulta del ensamblaje de la Subunidad α (Kv11.1 o HERG) codificada por en gen KCNH2 con dos auxiliares subunidades ß, MinK codificada por el gen KCNE1 y MiRP1 codificada por el gen KCNE2) (Sanguinetti). hERG1a presenta un largo extremo N-terminal (376 aminoácidos) que contiene una estructura de interacción proteína-proteínadenominada dominio Per-Arnt-Sim (PAS) que normalmente interactúa con el canal y reduce la velocidad de desactivación (Morais et al., 1998). El dominio PAS puede ser fosforilado (Cui et al., 2000) y necesita estar plegado correctamente para que tenga lugar el tráfico normal del complejo de canal desde el retículo endoplásmico (RE) al aparato de Golgi y, psrteriomente, a la superficie celular (Paulussen et al., 2002). La lenta desactivación asociada con las subunidades hERG1a puede estar mediada por una interacción entre el dominio PAS y el lazo de unión entre S4-S5 (Wang et al., 1998), una estructura que acopla el sensor de voltaje al movimiento de apertura y cierre de la puerta de activación (Long et al., 2005). Mutaciones en esta región presentes en pacientes con SQTL interrumpen el tráfico del canal y su delección acelera en gran medida la velocidad de desactivación (Chen et al, 1999;. Morais et al, 1998) quizás por interrumpir su interacción con el lazo de unión entre los segmentos S4-S5 del canal (Sanguinetti, 2010). El extremo C-terminal del canal contiene un dominio de unión a nucleótidos cíclicos (CNBD). Los canales HERG están regulados por la PKA, que fosforila diversos residuos localizados en los extremos C-y N-terminales, y por el cAMP a nivel del CNBD. Activación de la PKA reduce la corriente HERG, mientras que la unión directa de AMPc al canal HERG la aumenta. El AMPc aumenta la corriente HERG cuando se coexpresa con MiRP1 o MinK, un hallazgo consistente con el hallazgo de que las mutaciones de pérdida de función en el CNBD se asocian con el SQTL2 (Satler et al, 1996;. Tseng, 2001).

La IKr se activa e inactiva muy rápidamente, y muestra marcada rectificación interna a potenciales positivos debido a la rápida inactivación voltaje-dependiente tipo C mediada por el reordenamiento del filtro de selectividad (Sanguinetti y Jurkiewicz, 1991; Smith PL et al, 1996). La amplitud de la I Kr aumenta progresivamente cuando la célula se despolariza entre -40 mV y 0 ó +10 10 (figura) (Sanguinetti y Jurkiewicz, 1990). El umbral para la apertura del canal es de -50 mV y el voltaje requerido para la inactivación media es de aproximadamente -30 mV. A potenciales de membrana más positivos, los canales pasan muy poca corriente porque inactivación del canal se desarrolla más rápido que la activación del mismo (O ® I). Además, los canales también se pueden inactivar a partir del estado cerrado (C ® I). Como resultado, los canales se acumulan en el estado inactivo durante la despolarización, lo que explica la forma de campana de la relación I- V de la corriente (Spector y cols, 1996; Tseng, 2001). Sin embargo, los canales vuelven a abrirse durante la repolarización medida que pasan del estado inactivo al abierto (I ® O). Debido a que la recuperación de la inactivación (I ® O) es diez veces más rápida que la velocidad de desactivación (O ® C), una gran corriente externa aparece a potenciales de membrana negativos a 0 mV, lo que facilita la fase 3 de repolarización. Por lo tanto, como ya mencionamos, la IKr juega un papel importante enla regulación de la duración del PA y de la refracteriedad cardiacas.

Canalopatías asociadas a mutaciones en el canal HERG. Mutaciones homocigóticas en en gen KCNH2 son muy raras, ya que dan lugar a la muerte intrauterina o individuos con una marcada prolongación del intervalo QT grave (Hoorntje et al, 1999; Johnson et al, 2003). Las mutaciones en KCNH2 causantes del SQTL2 pueden resultar en una reducción en IKr por ejercer un efecto dominante negativo (mutaciones de poro), por conducir a canales no funcionales o a una pérdida de la función por inhibir el tráfico del canal hacia la membrana (Sanguinetti 2010;. Zhou et al, 1998; Splawski y cols., 2000; Kass y Moss, 2003; Sanguinetti y Tristani-Firouzi, 2006; Sanguinetti 2010). Un plegamiento defectuoso de las proteínas, la retención de proteínas mal plegadas en forma glicosilada en el reticulim endoplasmático (ER), donde se degradan rápidamente por vía de la de la ubiquitina-proteasoma, o la interrumpieron del tráfico hacia el aparato de Golgi o hacia la superficie de la membrana son los principales mecanismos asociados a la pérdida de función causada por mutaciones con cambio de sentido en HERG1 (Zhou et al 1998, Anderson et al., 2006). Otras mutaciones (p.ej. frame-shifts, premature stops o deleciones queproducen una proteína truincada) e incluso algunas mutaciones con cambio de sentido pueden causar una haploinsuficiencia, donde subunidades mutantes y normales no interactúan y sólo el 50% d elos canales HERG es posible que sean disfuncionales o no estén presentes (por haberse degradao rápidamente) (Sanguineti 2010).

Las mutaciones en el lazo S4-S5 alteran el gating del canal por aumentar la inactivación (G584S, Zhao et al, 2009;. Sanguinetti y Xu, 1999), mientras que las mutaciones en el dominio PAS aumentan la velocidad de desactivación del canal y tienden a reducir el tiempo que los canales residen en el estado abierto, por lo que reducen la IKr y prolongan el intervalo QT (Cabral et al, 1998;.. Shushi et al, 2005). Un retraso en la repolarización ventricular predispone a la aperición de pospotenciales tempranas arritmogénicas. Una reducción de la I Kr resulta en una prolongación de la DPA y dispersión de la repolarización a través de la pared del ventricular, que se manifiesta en el ECG como prolongación del intervalo QT y el ensanchamiento de la onda T, respectivamente (Sanguinetti, 2010). A mutación particularmente interesante, la N 629D, resulta en un defecto"ganancia de función"de HERG que conduce a la pérdida de la inactivación tipo C asociada a una pérdida de la selectividad iónica del canal (Lees-Miller et al., 2000). HERG contiene una secuencia en el poro que determina la selectividad por el K+ que es modificada por la mutación de GFGN a GFGD, permitiendo el paso inespecífico de cationes monovalentes.

En 226 casos confirmados de SQTL2 el 62% fueron mutaciones que codifican para otro aminoácido (missense), 24% eran mutaciones por desplazamiento del marco de lectura (missense) y el 14% restante eran mutaciones sin sentido, en el sitio de empalme (splice site) o inserciones o deleciones en KCNH2 (Kapplinguer et al, 2009;. Splawski y cols, 2000;. Kass y Moss, 2003; Sanguinetti y Tristani-Firouzi, 2006). Las mutaciones en el dominio PAS aumentan la velocidad de desactivación del canal, y tienden a reducir el tiempo que los canales permanecen en el estado abierts, reduciendo la amplitud de la corriente (Cui et al., 2000). La reducción de la IKr produce un retraso en la velocidad de la repolarización ventricular y de la DPA ventricular y aumentan la dispersión de la repolarización a través de la pared ventricular, que se manifiestan en el ECG por una prolongación del intervalo QT y un ensanchamiento de la onda T (Sanguinetti, 2010). Estos cambios predisponen a la aparición de pospotenciales tempranos que podrían desencadenar una TV polimórfica denominada torsade de pointes. Las mutaciones en en gen KCNE2 que codifica MiRP1 se asocian al SQTL5.

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11. El componente lento de la corriente de salida de K+ que presenta rectificación tardía (IKs)

La IKs es la resultante de la coexpresión d e la Subunidad α Kv7.1 (o KVLQT1) codificada por el gen KCNQ1 con una de las cinco subunidades α accesorias codificadas por los genes de la familia KCNE (KCNE1 - 4 - MinK, MiRP1 - 5) (Barhanin y cols., 1996; Sanguinetti y cols, 1996). La IKs se activa lentamente a potenciales más positivos de -30 mV y presenta una relación corriente-voltaje (IV) lineal que llega a la mitad de la activación máxima a +20 mV, es decir, durante la fase 2 del PA (Sanguinetti y Jurkiewicz, 1990; Tristani - Firouzi y Sanguinetti, 2003). Esta corriente presenta una amplitud de hasta 10 veces más alta que la IKr, pero su cinética de activación es más lenta que otras corrientes de K+. La cinética de desactivación es muy lenta y también voltaje-dependiente (Sanguinetti et al., 1990, 1996). Por lo tanto, la IKs contribuye a la repolarización cardiaca, particularmente en las células con una DPA más prolongada. Por otra parte, la IKs es un determinante principal del acortamiento frecuencia-dependiente del PA cardiaco, así como del acortamiento de la fase terminal del PA que se produce durante la estimulación adrenérgica. Cuando la IKs disminuye, el intervalo QT no reducire adecuadamente durante la taquicardia, lo que crea una condición altamente arritmogénica. La estimulación simpática. La estimulación simpática y el aumento progresivo de la frecuencia cardiaca produce un acortamiento progresivo del intervalo diastólico que impide la desactivación completa (O ® C) de la IKs, lo que resulta en una acumulación progresiva de canales abiertos y, por tanto, una repolarización rápida (Sanguinetti and Jurkiewicz, 1993; Delpon et al., 1995; Stengl et al., 2003; Volders et al., 2003; Zeng et al., 1995).

La estimulación ß-adrenérgica aumenta la fosforilación de la IKs mediada a través de la PKA y produce un marcado aumento de la amplitud de la corriente al aumentar la velocidad de activación del canal y reducir la velocidad de desactivación del canal (Marx et al, 2002; Furokawa et al, 2003). En el extremo C-terminal de KCNQ1 existe un motivo de cierre o cremallera de leucina ("leucine zipper"o ZIP) que c oordina su unión a una proteína yotiao (Clancy and Kass, 2005), que a su vez se une y recluta a la PKA y a la proteína fosfatasa 1 (PP1) al canal. El complejo, a su vez, regula la fosforilación de la Ser-27 en N-terminal de KCNQ1 (Marx et al., 2002). La fosforilación de la IKs aumenta marcadamente la amplitud de la corriente al aumentar la velocidda de activación del canal (C → O) y reducir la velocidad de deactivación del mismo (O → C), lo que se traduce en una aceleración de la repolarización del PA cardiaco (Furokawa et al., 2003; Marx et al., 2002).

Las mutaciones en los genes KCNQ1 o KCNE1 pueden reducir la I Ks través de un efecto dominante negativo (12, 13, 104), por reducir la respuesta a la estimulación ß-adrenérgica (Abbott y Goldstein, 2002;. Kurokawa et al, 2003) o por alterar el gating del canal (es decir, por reducir la velocidad de activación del canal o aumentar su velocidad de desactivación) (Bianchi et al, 1999; Chen et al, 1999;. Chouabe et al 2000; Splawski et al, 2001). Las mutaciones en KCNQ1 producen un SQTL debido a que ejercen, con frecuencia, un efecto dominante negativo sobre las subunidades normales que conduce una reducción o una pérdida completa de la corriente que conduce a una marcada prolongción de la DPA (QT del ECG) (Wang et al, 1996). En otros casos, se produce una pérdida completa de la corriente debido al ensamblaje de canales no funcionales o a que los canales no trafican hacia la superficie de la membrana celular (Bianchi et al., 1999). Las mutaciones también pueden alterar el gating del canal, lo que normalmente se manifiesta por una reducción en su velocidad de activación (R539W, R555C) (Chouabe et al., 1997, 2000), o un aumento de su velocidad de desactivación (incluyendo (KCNE1 S74L, V47F y W87R y KCNQ1 W248R) (Franqueza et al, 1999; Bianchi et al, 1999; Splawski et al, 2001). Una mutación en KCNQ1 localizada en el extremo C.-terminal (G589D) asociada a SQTL interrumpe el motivo de cremallera de la leucina e impide la regulación de la IKs dependiente de cAMP (Marx et al., 2002). La reducción de la sensibilidad a la estimulación simpática impide esperado acortamiento de la DPA en respuesta al aumento de la frecuencia cardiaca.

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