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Canal de K+
     
 

Canal de K+

  1. CANALES DE K QUE PRESENTAN 6 SEGMENTOS TRANSMEMBRANA Y Y PORO (6TM-1P)
    1. Subunidad α de los canales Kv
    2. Subunidad α de los canales de K+ activados por Ca2+ (KCa)
    3. Cinética de los canales Kv
    4. Subunidades auxiliares
    5. El componente de activación rápida de la corriente rectificadora de salida de K+ (IKr)
      1. Canalopatías asociadas a mutaciones en el canal HERG
    6. El componente lento de la corriente de salida de K+ que presenta rectificación tardía (IKs)
      1. Canalopatías asociadas a mutaciones en las subunidades KCNQ1 y KCNE1
  2. CANALES QUE PRESENTAN DOS SEGMENTOS TRANSMEMBRANA Y 1 PORO (2 TM-1P)
    1. Estructura
    2. Otros canales Kir
  3. CANALES CON 4 SEGMENTOS TRANSMEMBRANA Y 2 POROS (K2P)
  4. Referencias

Papel fisiológico de los canales de K+

Los canales de K+ constituyen el grupo más numeroso, heterogéneo y ubicuo de proteínas estructurales de membrana. En las células cardiacas, los canales de K+ juegan un importante papel en el mantenimiento del potencial de reposo celular, la frecuencia de disparo de las células automáticas, la liberación de neurotransmisores y la morfología y duración de los PA y constituyen la diana sobre la que actúan diversos neurotransmisores, hormonas, fármacos y toxinas que modifican la función cardiaca (Tamargo et al., 2004; Nerbonne and Kass 2005).

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Clasificación de los canales de K+

Los canales de K+ se pueden clasificar atendiendo a su topología, es decir, al número de poros y de segmentos transmembrana (TM) del canal (denominados S en los canales Kv y M en los canales no activados por voltaje), así como atendiendo a las diferencias en sus propiedades funcionales y farmacológicas (Alexander et al., 2011; Coetzee et al., 1999; Jenkinson et al., 2006; Lüscher y Slesinger 2010; Nerbonne  y Kass 2005; Tamargo et al., 2004).

Los canales de K+ están formados por el ensamblaje de subunidades α que forman el poro del canal y diversas subunidades β. Se han identificado y clonado más de 80 genes que codifican diversos canales de K+ humanos (1-4,11). Los genes que codifican las subunidades α y β de los canales de K+ cardiacos se muestran en la Tabla 1.

Los canales de K+ cardíacos se puede clasificar según su topología, por ejemplo, el número de segmentos transmembrana y poros, en:

  1. Canales formados por 2 segmentos transmembrana (M1 y M2, análogos a los segmentos S5-S6 de los canales Kv) y 1 poro (2TM/1P). A este grupo pertenecen los canales rectificadores internos responsables de las corrientes IK1 (Kir2.1-2.4), IKATP (Kir6.1-6.2) e IKACh (Kir3.1, Kir3.4).
  2. Canales formados por 6 segmentos transmembrana y 1 poro (6TM/1P). A este grupo pertenecen: a) los canales voltaje-dependientes (Kv) de las familias Shaker (Kv1.1-1.8), Shab (Kv2.1-2.2), Shal (Kv3.1-3.4), Shaw (Kv4.1-Kv4.3), KCNQ (Kv7.1-7.5) y hERG (Kv10.1-10.2, Kv11.1-11.3, Kv12.1-12.3). Los miembros de las subfamilias KV5-9 no expresan corrientes por sí mismos, pero pueden regular la actividad de otros canales Kv.
  3. Los activados por Ca2+. Estos, a su vez, pueden clasificarse según su conductancia en: de alta conductancia (KCa1.1, BK o maxi-K), de conductancia intermedia (KCa 3.1, IK) y de baja conductancia (KCa2.1-2.3 y KCa 3.1) (Wei et al., 2005). Los miembros de las subfamilias Kv5-9 no expresan corrientes por sí mismos, pero pueden regular la actividad de otros canales Kv. Sólo las subunidades α pertenecientes a la misma subfamilia pueden ensamblarse como heteromultímeros que depende de una región N-terminal de 120 aminoácidos altamente conservada llamada T1.
  4. Canales formados por 4 segmentos transmembrana y 2 poros (4TM/2P) o K2P, responsables de corrientes de fondo o background que mantienen el potencial de reposo celular. Mientras que canales 2TM/1P y 6TM/1P se ensamblan como tetrámeros, los canales 4TM/2P se supone que forman dímeros a fin de mantener la simetría de 4 subunidades αlrededor del poro.


Por otro lado, los canales de K+ se pueden clasificar en:

  1. Activados por cambios de voltaje (Kv). A este grupo pertenecen los canales Kv que generan las corrientes Ito, IKur, IKr, IKs e IK1 que participan en la génesis del PA cardiaco, así como los canales activados al aumentar la concentración intracelular de Ca2+ (KCNM y KCNN). Estos canales se activan-abren durante la despolarización celular y, por su distinta cinética de activación-inactivación, participan en las diferentes fases de la repolarización del potencial de acción celular, modulando la frecuencia y morfología del mismo.
  2. Activados por ligandos. A este grupo pertenecen los canales de K+ que generan las corrientes IKATP e IKACh que participan en la repolarización del PA cardiaco.

Figura 1. Topología estructural de A) los canales de K+ que presentan 6 segmentos transmembrana y 1 poro (6TM/1P), B) 4 segmentos transmembrana y 2 poros (4TM/2P) y C) dos segmentos transmembrana y 1 poro (2TM/1P). El panel D) muestra la topología de la subunidad SUR2A (receptor para sulfonilureas) que se ensambla con las subunidades a Kir6.x. SUR presenta 3 dominios transmembrana (TMDO, TMD1 y TMD2) y 2 dominios de unión a nucleotidos (NBF-1 y NBF-2).

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Corriente

Subunidad α

Subunidad ß

 

Proteína

Gen

Locus

Proteína

Gen

Locus

Ito1

Kv4.3

KCND3

11p15.1

KChIP2

KCNIP2

10q25

 

DPPX

DPP6

7q36.2-36.3

 

MiRP1

KCNE2

21q22.12

 

MiRP2

KCNE3

11q13-q14

 

MiRP2

KCNE3

11q13

 

MiRP4

KCNE5

Xq22

 

KChAP

PIAS3

1q12

 

Kv1.4

KCNA4

11P14.3-15.2

 

Kv4.1

KCND1

Xp11.23

KChIP1

KCNIP1

5q35

 

Kv4.2

KCND2

7q31

KChIP2

KCNIP2

10q25

 

DPP6

DPP6

7q36.2-36.3

IKur

Kv1.5

KCNA5

12p13.3

Kvß1

KCNAß1

3q25

 

Kvß2

KCNAß2

1p36.3

IKs

Kv7.1 (KCNQ1)

KCNQ1

11p15.5

MinK

KCNE1

21q22.1-q22.2

IKr

Kv11.1 (HERG)

KCNH2

7q35-36

MinK

KCNE1

21q22.1-q22.2

 

MiRP1

KCNE2

21q22.1

IK1

Kir2.1 (IRK1)

KCNJ2

17q23

 

Kir2.2 (IRK2)

KCNJ12

17p11.2

IKACh

Kir3.1 (GIRK1)

KCNJ3

2q24.1

 

Kir3.4 (GIRK4)

KCNJ5

11q25

IKATP

Kir6.2 (BIR)

KCNJ11

11p15.1

SUR2A

ABCC9

12p12.1

K2P

K2P 1.1 (TWIK-1)

KCNK1

lq42-43

 

K2P 2.1 (TREK-1)

KCNK2

lq41

 

K2P 3.1 (TASK-1)

KCNK3

2p24.1-23.3

 

K2P 5.1 (TASK-2)

KCNK5

6p21

 

K2P 6.1 (TWIK-2)

KCNK6

19q13-1

 

K2P 9.1 (TASK-3)

KCNK9

8q24-3

 

K2P 10.1 (TREK-1)

KCNK10

14q31

 

K2P 13.1 (THIK-1)

KCNK13

14q24.1-24.3

 

K2P 17.1 (TASK-4)

KCNK17

6p21.1-2

 

KCa

KCa1.1 (BK)

KCNMA1

10q22.3  

KCNMB1-4

 
 

KCa3.1 (IK)

KCNN4

19q13.31      

 

KCa2.1-2.3 (SK1-3)

KCNN1-3

19p13.11
1q31.3
1q21.3

Modificado de Tamargo y cols., 2004b.
DDP6: dipeptidil peptidasa 6. KChIPs: Kv Channel Interacting Proteins. KChAPs: K+ Channel-Associated Proteins. MinK: Minimal K+ channel subunit. MiRP: MinK-Related Peptide.

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1. CANALES DE K QUE PRESENTAN 6 SEGMENTOS TRANSMEMBRANA Y 1 PORO (6TM-1P)

Los canales funcionales resultan del ensamblaje entre 4 subunidades α formadoras del poro del canal y 4 subunidades β, formando homo o heterotetrámeros. Cuando el canal es un homotetrámero, las cuatro subunidades α están codificadas por el mismo gen, mientras que los heterotetrámeros están constituidos por productos de distintos genes, pero siempre de la misma subfamilia.

La conductancia a través de los canales de K+ no es lineal, sino que canales conducen iones K+ más efectivamente en un sentido que en otro (hacia el exterior/interior de la célula) al modificar el potencial de membrana. La rectificación externa tiene lugar cuando la despolarización facilita la apertura de los canales de K+, por lo que aquellos que presentan este tipo de rectificación facilitan la repolarización del potencial de acción y disminuyen la excitabilidad celular. Los canales de K+ que presentan rectificación interna se cierran al despolarizar la membrana, por lo que participan en el mantenimiento del potencial de membrana celular.

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1.1. Subunidad α de los canales Kv

Es la unidad central del canal, ya que contiene el poro conductor, el filtro de selectividad que permiteel paso de K+ frente a otros cationes, el sensor de voltaje que controla los mecanismos que regulan la cinética de apertura y cierre del canal y los puntos de unión para los ligandos endógenos y fármacos. Presenta 6 segmentos que atraviesan la membrana (S1-S6) con estructura secundaria de a-hélice conectadas entre sí, de los que 5 son hidrofóbicos (S1-S3, S5, S6) y uno (S4) está cargado positivamente (contiene arginina o lisina cada 3 residuos) y los extremos carboxi (C-) y amino (N)-terminales son intracelulares (Cotzee et al., 1998; MacKinnon 1991, 2003; Pongs et al., 1992; Tamargo et al., 2004; Yellen et al., 2002). El poro iónico está formado por el segmento que une los segmentos S5 y S6 (segmento P), los segmentos S5 y S6 y la región peptídica que une S4 y S5. La boca interna del canal está formado por el segmento que une los segmentos S4 y S5 y las regiones citoplasmáticas de los segmentos S5 y S6, mientras que la boca externa la forman la región P y la parte extracelular de los segmentos S5 y S6. La región P contiene la secuencia muy conservada [(T/S)xxTxGYG] que determina la selectividad del poro para el K+ (MacKinnon 1991; Heginbotham et al., 1994). La región P consta de 19 aminoácidos y penetra en el interior de la membrana. Los primeros 8 aminoácidos (D431-V438) y los 3 últimos (D447-T449) se localizan a la entrada del poro, observándose que la sensibilidad al tetraetilamonio cuando se aplica a la superficie extracelular (TEAo) del canal aumenta casi 50 veces cuando la T449 se reemplaza por tirosina, cisteína o fenilalanina, mientras que la mutación de este residuo por lisina, arginina, glutamato o valina reduce la sensibilidad al TEAo y la amplitud de la corriente y suprime la rectificación del canal. En el centro del segmento P se encuentra la secuencia VTMTTV, habiéndose demostrado que la T441 se localiza en la porción más profunda del poro y contribuye a la unión del TEA cuando ésta se administra intracelularmente. El segmento de unión de S4-S5 también forma parte del receptor para la partícula de inactivación.

El sensor de voltaje está formado por el segmento S4, que presenta cada 3 residuos un aminoácido cargado positivamente [X-X-(arginina/lisina)] y por las cargas negativas de los segmentos S2 y S3, que ejercen una acción electrostática con el segmento S4 (Liman y cols., 1991; MacKinnon, 1991; Pongs, 1992). La apertura y cierre del canal generan un movimiento del sensor de voltaje de ≈ 12-13 eo a través del campo eléctrico transmembrana que genera una corriente, denominada corriente de gating (Bezanilla 2000). Mutaciones que neutralizan los aminoácidos cargados en S4 desplazan el valor del punto medio de activación del canal, lo que indica que participa en el cambio conformacional que conlleva a su apertura (Liman et al., 1991; Papazian et al., 1991).

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1.2. Subunidad α de los canales de K+ activados por Ca2+ (KCa)

Los monómeros de los canales de K+ de alta conductancia (BKCa) activados por Ca2+ (BKCa) están codificados por el gen KCNMA1. La subunidad a presenta (Figura 2) un extremo N-terminal extracelular, 7 segmentos transmembrana (S0-S6; S1-S4 forman el sensor de voltaje y S5-S6 el poro del canal y contiene el filtro de selectividad) y un largo dominio C-terminal intracelular que contiene dos dominios RCK (motifs regulating the conductance of K+), el segundo de los cuales que contienen los puntos de unión para el Ca2+ (Yuan et al., Science 2010). Las subunidades β, codificadas por los genes KCNMB1-4, se ensamblan con las subunidades α formando tetrámeros. Las subunidades β1 y β2 alteran la dependencia de Ca2+; β3 altera el gating del canal (facilitando su inactivación) y β4 modula las subunidades de fosforilación.

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Figura 2. Topología de la subunidad α de los canales KCa. RCK: reguladores de la conductancia al potasio. en RCK2 existe una "región cazoleta" (calcium bowl) de 9 residuos que determina la sensibilidad al calcio de este canal.

1.3. Cinética de los canales Kv

Los canales tipo Shaker adoptan 3 estados conformacionales: un estado abierto (O), y dos no conductores, cerrado (C) e inactivo (I) (Zagotta y Aldrich, 1990a,b). Durante la despolarización celular, los canales Kv se activan con una cinética sigmoidal que sugiere que deben moverse a través de diversos estados no conductores, primero hacia un estado cerrado desde el cual el canal puede abrirse (C*) y, posteriormente, de C* a O: C ↔ C ↔ Cn ↔ C* ↔ O ↔  I. A continuación los canales entran en un estado no conductor (I), lo que conduce a una disminución de la corriente. La inactivación del canal puede realizarse desde el estado abierto (O → I) o sin que el canal se abra (C* → I), mientras que la deactivación (I ↔ O) tiene lugar cuando la membrana se hiperpolariza. Cuando la membrana se repolariza los canales pasan del estado inactivo al estado cerrado (I → C) desde el que el canal esta listo una vez más para volver a activarse en respuesta a la despolarización de la membrana.

La inactivación tiene lugar por dos mecanismos, uno rápido o tipo N y otro lento o tipo C, que implican a los extremos correspondientes de la subunidad α que forma el canal (Figura 3) (Yellen, 2002; Imai et al., 2010). La inactivación rápida aparece en canales que generan corrientes transitorias (Kv1.1 y Kv1.4, Kv4.2 y Kv4.3, Kv3.1-3.4 y KCNM) y se explica por un mecanismo de “cadena y pelota” (Coetzee et al., 1999; Rassmusson et al., 1998). En este modelo, los 3 primeros aminoácidos de cada uno de los 4 extremos N-terminales formarían una “bola de inactivación” que se une a través de una cadena de aminoácidos (residuos 23-83) a un receptor cargado negativamente, localizado en la región la cavidad central y en la boca intracitoplasmática del canal; los siguientes ocho restos de aminoácidos hidrófobos se extienden desde la cavidad hasta la entrada intracelular produciendo la rápida inactivación (1-10 ms) del canal (Zhou et al., 2001). La inactivación rápida se suprime tras la administración intracelular de TEA y por mutaciones que suprimen los primeros 22 aminoácidos del extremo N-terminal o rompen la secuencia de los segmentos hidrofóbicos S4-S5 y se restaura tras adicionar el péptido eliminado (Hoshi et al., 1991, Lopez-Barneo et al., 1993; MacKinnon and Yellen, 1990).

Figura 3. Tipos de inactivación de los canales de potadio tipo Shaker.

Figura 4. Esquema de la inactivación tipo N de los canales de potasio según la teoría de la "bola y la cadena".

La inactivación tiene lugar por dos mecanismos, uno rápido o tipo N y otro lento o tipo C, que implican a los extremos correspondientes de la Subunidad α que forma el canal (Yellen, 2002). La inactivación rápida aparece en canales que generan corrientes transitorias (Kv1.1 y Kv1.4, Kv4.2 y Kv4.3, Kv3.1-3.4 y KCNM) y se explica por un mecanismo de"cadena y pelota" (Figura 4) (Coetzee et al., 1999; Rassmusson et al., 1998). En este modelo, los primeros 20-22 aminoácidos de cada uno de los 4 extremos N-terminales formarían una"pelota de inactivación"que se une a través de una cadena de aminoácidos (residuos 23-83) a un receptor cargado negativamente, localizado en la boca intracitoplasmática del canal, que puede ser ocupado tras la apertura del canal, produciendo su rápida inactivación (1-10 ms). La inactivación rápida se abole tras la administración intracelular de TEA (no por el TEAo) y por mutaciones que suprimen los primeros 22 aminoácidos del extremo N-terminal o rompen la secuencia de los segmentos hidrofóbicos S4-S5 y se restaura tras adicionar el péptido eliminado (Hoshi et al., 1991, Lopez-Barneo et al., 1993; MacKinnon and Yellen, 1990).

La inactivación lenta tipo-C de los canales Kv1.2, Kv1.5, Kv2.1 y KCNH2 se produce a nivel de la boca externa del poro y parece resultar de cambios conformacionales en el filtro de selectividad del canal (López-Barneo et al., 1993; Rasmusson y cols., 1998; Imai et al., 2010; Cuello et al., 2010). Se ha descrito que la alanina469 del segmento S6 y la treonina localizada en la porción extracelular del lazo P (Thr449) juegan un papel fundamental en este tipo de inactivación (Hoshi y cols., 1990; Pong et al., 1992; López-Barneo y cols., 1993). La inactivación tipo-C se suprime cuando se realizan mutaciones en residuos situados en la boca extracelular del canal y en residuos situados en la porción extracelular del segmento S6 y se retrasa tras la aplicación de TEAo y al aumentar la [K+]e, debido a la interacción del K+ con un sitio de alta afinidad situado en la cara externa del poro iónico del canal, que impide que se produzca el cierre de la boca del canal, retrasando la inactivación (López-Barneo et al., 1993).

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1.4. Subunidades β

Aunque la expresión de las subunidades α es suficiente para generar canales de K+ funcionales, su coexpresión con subunidades auxiliares o accesorias es necesaria para reproducir las características de los canales nativos (Tabla). Estas subunidades controlan la expresión y/o transporte a la membrana celular de los canales, el gating de los canales y pueden servir como sitio de unión de ligandos exógenos o endógenos que regulan el canal (Hanlon and Wallace, 2002).
Las subunidades β de los canales de K+ representan un grupo molecular diverso (Figura 5).
1) Algunas subunidades β carecen de segmentos transmembrana y de puntos de glicosilación, lo que sugiere que se trata de proteínas intracitoplasmáticas [Kvβ1.1, Kvβ1.2, Kvβ1.3 y Kvβ2, KCHIP (Kv Protein Interaction Channel) y KChAP (K+ Canal Associated Protein)] que interactúan con los dominios intracelulares de canales Kv.
2) Otras subunidades son proteínas con un segmento transmembrana (123-129 aminoácidos), un dominio N-terminal extracelular y un dominio C-terminal intracelular, como MinK (Minimal K+ channel subunit) y MinK-Related Proteins (MiRPs) codificadas por genes de la familia KCNE, y
3) proteínas transportadores de membrana dependientes de ATP (ABC), como los receptores de sulfonilureas (SUR, que contienen 12 segmentos transmembrana y dos puntos de unión de nucleótidos) presentes en las canales con rectificación interna (Kir6.1-6.2) (Coetzee et al., 1999; Nerbonne and Kass, 2005; Pourrier  et al., 2003; Hanlon  and Wallace, 2002). Aunque MinK funciona como una subunidad auxiliar que se ensambla con KCNQ1 para formar los canales responsables de la IKs (Tristani-Firouzi y Sanguinetti, 2003), MinK también puede modular la densidad de los canales HERG1 cuando se sobreexpresa en sistemas de expresión heterólogos.

Las subunidades Kvb1.1-1.3 se asocian con las subunidades α de los canales Kv1 y Kvb4 con los canales Kv2. Cada subunidad contiene una región central conservada con un largo extremo N-terminal variable. En los canales Shaker la interacción entre las subunidades α y β se produce entre dominios (T1) situados en el extremo N-terminal de la subunidad α y el C-terminal de la subunidad β (Wang y cols., 1996; Gulbis et al., 2000). Las subunidades Kvβ1.1-1.3, Kvβ2.1 y Kvβ3.1 se asocian a subunidades α de los canales Kv1 y las Kvβ4 a los canales Kv2. Las subunidades Kvβ1.1-1.3 aceleran la inactivación tipo-N de los canales Kv1.1, Kv1.2 y Kv1.4 y la tipo-C del canal Kv1.5 y desplazan la curva de activación hacia niveles más negativos de potencial de membrana. Además, las subunidades Kvβ1.2 y Kvβ1.3 modifican la velocidad de deactivación de los canales Kv1.4, mientras que Kvβ2.1 acelera la inactivación tipo-N del canal Kv1.4 y la tipo-C del canal Kv1.5, a la vez que facilita que la activación tenga lugar a niveles más negativos de potencial de membrana. Además, las subunidades Kvb1 pueden modular la expresión de los canales Kv4.3 y las subunidades Kvβ2 aumentan la expresión de los canales Kv1.2 y disminuyen la de los canales Kv1.5 (Figura 6) (Accili et al., 1997; England et al., 1995; Morales et al., 1959).Las subunidades Kvβ1.1, Kvβ2.1, Kvβ4.1 y KChAP pueden actuar actúan como chaperones que facilitan el adecuado plegamiento y ensamblaje de las subunidades, el tráfico del canal y la expresión de las subunidades α en ciertos puntos de la membrana donde se unen a las proteínas que los dominios PDZ presentes y SH3 (Accili et al., 1997; England et al., 1995; Morales et al., 1995).

La subunidad MinK (Minimal K+ channel subunit) interactúa con diversas subunidades α (Kv7.1, Kv11.1 y Kv4.3), por lo que podría regular las corrientes IKs, IKr e Ito, respectivamente (Figura 6). Las subunidades MirP (MinK-Related Peptides) se pueden  asociar a las subunidades Kv11.1 (Barhanin et al., 1996; Sanguinetti et al., 1996), Kv7.1 (McDonald et al., 1997) y Kv4.2 y, de este modo, regular las corrientes IKs, IKr e Ito (McCrossan y Abbott, 2004).

Figura 5. Subunidades reguladoras de canales iónicos.
(A) Ensamblaje de la Subunidad α de canales Kv a través del extremo N-terminal a un tetrámero citoplasmático de subunidades β. (B) Interacción de la Subunidad α del canal Kv4.2 a 4 subunidades citoplasmáticas KChIP y a la subunidad DPPX. (C) Asociación del canal Kv7.1 con 2 subunidades MinK para generar la IKs. Se observa el complejo macromolecular del canal con la proteína adaptadora yotiao, que a su vez se une a las enzimas reguladoras de la PKA y de la proteína fosfatasa 1. (D) Complejo formado por una Subunidad α del canal Kv11.1 que genera la IKr, las subunidades reguladoras MiRP y KChAP y una proteína de densidad postsináptica (PSD). Adaptada de McCrossan y Abbott, 2004.


MiRP1 (KCNE2) actúa como una unidad accesoria de HERG (KCNH2) para generar la IKr (Abbott y Golstein, 2001). En sistemas heterólogos MiRP puede ensamblarse con distintas subunidades α de los canales Kv (Abbott et al, 2001;.. Zhang et al, 2001) y modificar sus propiedades funcionales y/o su expresión en la superficie celular. MiRP1 también puede asociarse con canales catiónicos activados por la hiperpolarización y nucleótidos cíclicos (HCN), lo que sugiere un papel para la subunidad MiRP1 en la regulación de las corrientes de marcapaso de las células cardiacas (Yu et al., 2001).

Las subunidades Kvβ1.1, Kvβ2.1, Kvβ4.1 y KAchAP (K+ Channel-Associated Protein) podrían actuar como chaperones, facilitando la expresión de las subunidades α en determinados puntos de la membrana en los que se unen a una superfamlia de proteínas que presentan dominios PDZ y SH3. Las subunidades KChIPs (Kv Channel Interaction Protein) regulan la función y expresión de los canales que generan corrientes transitorias sensibles a 4-aminopiridina (Kv2.1, Kv1.3 y Kv4.3) (An y cols., 2000; Patel y cols., 2002) y la subunidad KChAP (K+ Channel Associated Protein) puede unirse al extremo N-terminal de los canales Kv1.3, Kv2.1 y Kv4.3 aumentando la densidad total de la corriente, lo que sugiere un papel tipo chaperona (Wible y cols., 1998; Kuryshev y cols., 2000). La dipeptidil peptidasa 6 (DPP6) es una glicoproteína de membrana con un largo extremo C-terminal extracelular que puede ser regular tanto el tráfico como la cinética de los canales Kv4.x (Radicke y cols., 2005, Wada y cols., 1992; Kin y cols., 2001; Nadal y cols., 2003).

KChIP1-4 pertenecen a la familia de los sensores de Ca2+ neuronal de la familia NCS que interactúa directamente con el dominio N-terminal de los canales de tipo Shal Kv4 (Kv4.1, Kv4.2 y Kv4.3) para modular su expresión en la superficie celular y su función (An y cols, 2000; Patel y cols, 2002). Las proteínas KCHIP retrasan la inactivación de la corriente, aceleran la recuperación de la inactivación y desplazan la dependencia de voltaje de la activación del canal (An y cols., 2000; Nerbonne and Kass, 2005).

La subunidad KChAP, un miembro de la familia de proteínas de unión al factor de transcripción, se puede unir al N-terminal de los canales Kv1.3, Kv2.1 y Kv4.3 aumentando la densidad de la corriente sin afectar sus propiedades voltaje- y tiempo-dependientes, lo que sugiere que podrían actuar como chaperones (Wible et al, 1998; Kuryshev et al, 2000). La dipeptidil peptidasa 6 (DPP6) es una glicoproteína de membrana con un largo extremo C-terminal que puede regular tanto el tráfico y como la cinética de los canales de Kv4.x (Radicke et al, 2005, Wada et al, 1992; Kin et al. , 2001; Nadal et al, 2003). Otro subunidad accesoria de los canales canal Kv es la DPPX o DPP6, una glicoproteína integral de la membrana integral con un dominio C-terminal extracelular bastante grande, que interactúan específicamente con las subunidades Kv4 .

Figura 6. Registro de corrientes de potasio cuando se coexpresan las subunidades α (KvLQT1, Kv1.5 y Kv2.1) de forma aislada o en combinación con las subunidades β (minK, Kvb1.3 y KChAP)

 

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1.5. El componente de activación rápida de la corriente rectificadora de salida de K+ (IKr)

La IKr juega un papel importante en la fase 3 de repolarización cardiaca y en el control de la duración del PA y de la refractariedad auricular y ventricular. La corriente nativa resulta del ensamblaje de la subunidad α (Kv11.1, o HERG) codificada por el gen KCNH2 con dos auxiliares subunidades β, MinK codificada por el gen KCNE1 y MiRP1 codificada por el gen KCNE2) (Sanguinetti, 2010). HERG (1.159 aminoácidos) presenta un largo extremo N-terminal (376 aminoácidos) que contiene una estructura de interacción proteína-proteína denominada dominio Per-Arnt-Sim (PAS) que normalmente interactúa con el canal y reduce la velocidad de desactivación (Morais et al., 1998). El dominio PAS puede ser fosforilado (Cui et al., 2000) y necesita estar plegado correctamente para que tenga lugar el tráfico normal del complejo de canal desde el retículo sarcoplásmico (RS) al aparato de Golgi y, posteriomente, a la superficie celular (Paulussen et al., 2002). La lenta desactivación asociada con las subunidades hERG1a puede estar mediada por una interacción entre el dominio PAS y el lazo de unión entre S4-S5 (Wang et al., 1998), una estructura que acopla el sensor de voltaje al movimiento de apertura y cierre de la puerta de activación (Long et al., 2005). Mutaciones en esta región presentes en pacientes con SQTL interrumpen el tráfico del canal y su deleción acelera en gran medida la velocidad de desactivación (Chen et al, 1999;. Morais et al, 1998) quizás por interrumpir su interacción con el lazo de unión entre los segmentos S4-S5 del canal (Sanguinetti , 2010). El extremo C-terminal del canal contiene un dominio de unión a nucleótidos cíclicos (CNBD). Los canales HERG están regulados por la PKA, que fosforila diversos residuos localizados en los extremos C-y N-terminales, y por el cAMP a nivel del CNBD. La activación de la PKA reduce la corriente HERG, mientras que la unión directa de AMPc al canal HERG la aumenta. El AMPc aumenta la corriente HERG cuando se coexpresa con MiRP1 o MinK, un hallazgo consistente con que las mutaciones de pérdida de función en el CNBD se asocian con el SQTL2 (Satler et al, 1996;. Tseng, 2001).

La IKr se activa e inactiva muy rápidamente, y muestra marcada rectificación interna a potenciales positivos debido a la rápida inactivación voltaje-dependiente tipo C mediada por el reordenamiento del filtro de selectividad (Sanguinetti y Jurkiewicz, 1991; Smith PL et al, 1996). La amplitud de la IKr aumenta progresivamente cuando la célula se despolariza entre -40 mV y 0 ó +10 10 (Figura) (Sanguinetti y Jurkiewicz, 1990). La conductancia de los canales hERG1 es de 12.4 pS entre -60 y -120 . El umbral para la apertura del canal es de -50 mV y el voltaje requerido para la inactivación media es de aproximadamente -30 mV. A potenciales de membrana más positivos, los canales pasan muy poca corriente porque inactivación del canal se desarrolla más rápido que la activación del mismo (O → I). Además, los canales también se pueden inactivar a partir del estado cerrado (C → I). Como resultado, los canales se acumulan en el estado inactivo durante la despolarización, lo que explica la forma de campana de la relación I-V de la corriente (Spector y cols, 1996; Tseng, 2001). Sin embargo, los canales vuelven a abrirse durante la repolarización, a medida que pasan del estado inactivo al abierto (I → O). Debido a que la recuperación de la inactivación (I → O) es diez veces más rápida que la velocidad de desactivación (O → C), una gran corriente de salida de K+ se genera a potenciales de membrana negativos a 0 mV, lo que facilita la fase 3 de repolarización. Ello explica, por la IKr juega un papel importante en la regulación de la duración del PA y de la refractariedad cardiacas.

1.5.1. Canalopatías asociadas a mutaciones en el canal HERG

Mutaciones homocigóticas en el gen KCNH2 son muy raras, ya que conducen a la muerte intrauterina y si los individuos sobreviven presentan una marcada prolongación del intervalo QT grave (Hoorntje et al, 1999; Johnson et al, 2003). Las mutaciones en KCNH2 causantes del SQTL2 pueden resultar en una reducción en IKr por ejercer un efecto dominante negativo (mutaciones localizadas en el poro), por generar canales no funcionales o un defecto en el tráfico del canal hacia la membrana (Sanguinetti 2010;. Zhou et al, 1998; Splawski y cols ., 2000; Kass y Moss, 2003; Sanguinetti y Tristani-Firouzi, 2006; Sanguinetti 2010). Un plegamiento defectuoso de las proteínas, la retención de proteínas mal plegadas en forma glicosilada en el retículo sarcoplásmico, donde se degradan rápidamente por vía de la de la ubiquitina-proteasoma, o la interrumpieron del tráfico hacia el aparato de Golgi o hacia la superficie de la membrana son los principales mecanismos asociados a la pérdida de función causada por mutaciones con cambio de sentido en HERG1 (Zhou et al 1998, Anderson et al., 2006). Otras mutaciones (p.ej. con desplazamiento del marco de lectura, codon de parada prematura o stops o deleciones que producen una proteína truncada) e incluso algunas mutaciones con cambio de sentido pueden causar una haploinsuficiencia, situación en la que las subunidades mutantes y normales no interactúan y en la que sólo el 50% de los canales HERG es posible que sean disfuncionales o no estén presentes (por haberse degradado rápidamente) (Sanguineti, 2010).

Las mutaciones en el lazo S4-S5 alteran el gating del canal por aumentar la inactivación (G584S, Zhao et al, 2009;. Sanguinetti y Xu, 1999), mientras que las mutaciones en el dominio PAS aumentan la velocidad de desactivación del canal y tienden a reducir el tiempo que los canales residen en el estado abierto; en ambos cass disminuye la amplitud de la la IKr y se prolonga el intervalo QT (Cabral et al, 1998;.. Shushi et al, 2005). Un retraso en la repolarización ventricular predispone a la aparición de actividad desencadenada (triggered focal activity) por pospotenciales tempranos. La reducción de la IKr resulta en una prolongación de la DPA y un aumento en la dispersión de la repolarización a través de la pared del ventricular, que se manifiesta en el ECG como prolongación del intervalo QT y el ensanchamiento de la onda T, respectivamente (Sanguinetti, 2010). A mutación particularmente interesante, la N629D, resulta en un defecto "ganancia de función" de HERG que conduce a la pérdida de la inactivación tipo C asociada a una pérdida de la selectividad iónica del canal (Lees-Miller et al., 2000). HERG contiene una secuencia en el poro que determina la selectividad por el K+ que es modificada por la mutación de GFGN a GFGD, permitiendo el paso inespecífico de cationes monovalentes.

En diversos estudios que incluían pacientes con SQTL2 el 62% de las mutaciones eran mutaciones con cambio de sentido, 24% eran mutaciones por desplazamiento del marco de lectura (missense) y el 14% restante eran mutaciones sin sentido, en el sitio de empalme (splice site) o inserciones o deleciones en KCNH2 (Kapplinguer et al, 2009;. Splawski y cols, 2000;. Kass y Moss, 2003; Sanguinetti y Tristani-Firouzi, 2006). Las mutaciones en el dominio PAS aumentan la velocidad de deactivación del canal, y tienden a reducir el tiempo que los canales permanecen en el estado abierto, reduciendo la amplitud de la corriente (Cui et al., 2000). La reducción de la IKr produce un retraso en la velocidad de la repolarización ventricular y de la DPA ventricular y aumentan la dispersión de la repolarización a través de la pared ventricular, que se manifiestan en el ECG por una prolongación del intervalo QT y un ensanchamiento de la onda T (Sanguinetti, 2010). Estos cambios predisponen a la aparición de pospotenciales tempranos que podrían desencadenar una TV polimórfica denominada torsades de pointes. Las mutaciones en el gen KCNE2 que codifica MiRP1 se asocian al SQTL5.

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1.6. El componente lento de la corriente de salida de K+ que presenta rectificación tardía (IKs)

La IKs es la resultante de la coexpresión de la subunidad a Kv7.1 (o KVLQT1) codificada por el gen KCNQ1 con una de las cinco subunidades accesorias codificadas por los genes de la familia KCNE (KCNE1-4 - MinK, MiRP1-5) y una proteína adaptadora Yotiao (Barhanin y cols. , 1996; Sanguinetti y cols, 1996). El gen KCNQ1 relacionado con LQT1 tiene 404 kb de longitud y se encuentra en el cromosoma 11p15.5. Este gen codifica una proteína de 75 kDa que contiene 676 aminoácidos (Wang et al., 1996). Cada subunidad contiene seis segmentos de extensión de membrana (S1-S6 que implican residuos de aminoácidos 122-348) conectados por bucles alternantes intra y extracelulares, así como un poro (residuos de aminoácidos 300-320) situado entre los segmentos S5 y S6, con un extremo N-terminal (1-121) y un largo C-terminal citosólicos (residuos 349-676) que participa en los procesos de ensamblaje y gating del canal, así como de su tráfico hacia la membrana (Wu et al., 2016). Los segmentos S1-S4 del canal forman un dominio de detección de voltaje (VSD). La región de poro está compuesta por dos segmentos transmembrana (S5-S6) unidos entre sí por un enlazador (incluyendo un bucle de poro) que contiene los aminoácidos conservados del filtro de selectividad (residuos 312-317) y afecta a la amplitud de corriente de canal, la selectividad de iones y (Kurokawa et al., 2001, Wu et al., 2016).

La IKs se activa lentamente a potenciales más positivos de -30 mV y presenta una relación corriente-voltaje (IV) lineal que llega a la mitad de la activación máxima a +20 mV, es decir, durante la fase 2 del PA (Figura 7) (Sanguinetti y Jurkiewicz, 1990; Tristani-Firouzi y Sanguinetti , 2003). Esta corriente presenta una amplitud de hasta 10 veces más alta que la de la IKs, pero su cinética de activación es más lenta que otras corrientes de K+. La cinética de desactivación también es muy lenta y voltaje-dependiente (Sanguinetti et al., 1990, 1996). Por lo tanto, la IKs contribuye a la repolarización cardiaca, particularmente en las células con una DPA más prolongada. Por otra parte, la IKs es un determinante principal del acortamiento frecuencia-dependiente del PA cardiaco, así como del acortamiento de la fase terminal del PA que se produce durante la estimulación adrenérgica. La estimulación simpática y el aumento progresivo de la frecuencia cardiaca produce un acortamiento progresivo del intervalo diastólico que impide la desactivación completa (O → C) de la IKs, lo que resulta en una acumulación progresiva de canales abiertos y, por tanto, una repolarización rápida (Sanguinetti and Jurkiewicz, 1993; Delpon et al., 1995; Stengl et al., 2003;  Volders et al., 2003; Zeng et al., 1995). Por el contrario, cuando la IKs disminuye, el intervalo QT no se acorta adecuadamente durante la taquicardia, lo que crea una condición altamente arritmogénica. La estimulación simpática.

Figura 7. Panel A: Registro de la IKs cuando se expresa la subunidad α (KCNQ1) sola o asociada a la subunidad β (KCNE1). Panel B: Activación de la corriente IKs durante el potencial de acción cardiaco.

La estimulación β-adrenérgica aumenta la fosforilación de la IKs mediada a través de la PKA y produce un marcado aumento de la amplitud de la corriente al aumentar la velocidad de activación y reducir la velocidad de desactivación del canal (Marx et al, 2002; Furokawa et al, 2003). En el extremo C-terminal de KCNQ1 existe un motivo de cierre o cremallera de leucina (“leucine zipper” o ZIP, residuos 588-616) que coordina su unión a la proteína de anclaje de la kinasa A tipo 9 (AKAP9 o yotiao (Clancy and Kass, 2005), que a su vez se une y recluta a la  PKA y a la proteína fosfatasa 1 (PP1) al canal. Este complejo, a su vez, regula la fosforilación de la Ser-27 en N-terminal de KCNQ1 (Marx et al., 2002). La fosforilación de la IKs aumenta marcadamente la amplitud de la corriente al acelerar la velocidad de activación del canal  (C → O) y reducir la velocidad de deactivación del mismo  (O → C), lo que se traduce en una aceleración de la repolarización del PA cardiaco (Furokawa et al., 2003; Marx et al., 2002).

1.6.1. Canalopatías asociadas a mutaciones en KCNQ1/KCNE1

Las mutaciones en los genes KCNQ1 o KCNE1 pueden reducir la IKs través de un efecto dominante negativo (12, 13, 104), por reducir la respuesta a la estimulación β-adrenérgica (Abbott y Goldstein, 2002;. Kurokawa et al, 2003) o por alterar el gating del canal (es decir,  por reducir la velocidad de activación del canal o aumentar su velocidad de desactivación) (Bianchi et al, 1999;. Chen et al, 1999;. Chouabe et al 2000; Splawski et al, 2001). Las mutaciones en KCNQ1 producen un SQTL debido a que ejercen, con frecuencia, un efecto dominante negativo sobre las subunidades normales que conduce una reducción o una pérdida completa de la corriente que conduce a una marcada prolongación de la DPA (QT del ECG) (Wang et al, 1996). En otros casos, se produce una pérdida completa de la corriente debido al ensamblaje de canales no funcionales o a que los canales no trafican hacia la superficie de la membrana celular (Bianchi et al., 1999). Las mutaciones también pueden alterar el gating del canal, lo que normalmente se manifiesta por una reducción en su velocidad de activación (R539W, R555C) (Chouabe et al., 1997, 2000), o un aumento de su velocidad de desactivación (incluyendo (KCNE1 S74L, V47F y W87R y KCNQ1 W248R) (Franqueza et al, 1999; Bianchi et al, 1999; Splawski et al, 2001) Una mutación en KCNQ1 localizada en el extremo C-terminal (G589D) asociada a SQTL interrumpe el motivo de cremallera de leucina e impide la regulación de la IKs dependiente de cAMP (Marx et al., 2002). La reducción de la sensibilidad a la estimulación simpática impide esperado acortamiento de la DPA en respuesta al aumento de la frecuencia cardiaca.

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2. CANALES QUE PRESENTAN DOS SEGMENTOS TRANSMEMBRANA Y 1 PORO (2 TM-1P)

Dentro de este grupo existen 7 familias (Kir1.x-Kir7.x) codificadas por genes KCNJ, que generan corrientes que presentan rectificación interna (KIr), es decir, que conducen más iones K+ hacia el interior que hacia el exterior de la célula (Lopatin and Nichols, 2001). La conductancia de los canales Kir es máxima a potenciales cercanos al nivel del potencial de equilibrio para el K+ (-90 mV), pero disminuye con la despolarización, por lo que juegan un importante papel en el control del potencial de reposo celular y en la repolarización celular.
Los canales Kir, a su vez, pueden subclasificarse en 4 grupos: a) canales que participan en el mantenimiento del potencial de reposo (Kir2.x que generan la IK1), b) canales acoplados a proteínas G (KG) (Kir3.x, que generan la corriente de K+ activada por Ach y adenosina o IKAch), c) canales sensibles al ATP (Kir6.x, que heteromerizan con el receptor de sulfonilureas-SUR y median la corriente sensible a ATP o IKATP) y d) canales transportadores de K+ (Kir1.x, Kir4.x y Kir7.x).

a) Los canales Kir clásicos (Kir2.x) son constitutivamente activos. El gen KCNJ2 codifica el canal Kir2.1 responsable de la corriente IK1 (Lopatin y Nichols, 2001). A potenciales de membrana negativos la conductancia del canal K1 es mucho mayor que la de cualquier otra corriente, por lo que la IK1 es la corriente que normalmente determina el potencial de reposo de las fibras de Purkinje, así como de los miocitos auriculares y ventriculares cerca del potencial de inversión para el K+ (EK). Tras la despolarización, los canales que generan la IK1 se cierran de forma casi inmediata y permanecen cerrados durante la fase de meseta del PA, volviendo a abrirse y abrirá de nuevo a potenciales negativos a -20 mV. Por lo tanto, IK1 contribuye a la fase 3 de la repolarización cardiaca. La marcada rectificación interna de los canales Kir es debida al bloqueo voltaje-dependiente que de los mismos producen los niveles intracelulares de Mg2+ intracelular (Vandenberg, 1987) y diversas poliaminas (espermina, espermidina, putrescina) que ocluyen el vestíbulo interno del poro tras la despolarización de la membrana  (Lopatin y Nichols, 2001). Los iones Mg2+ bloquean los canales con una baja KD (10.5 mM a + 30 mV), por lo que a las concentraciones fisiológicas citoplasmáticas de Mg2+ (0,5-2 mM), la velocidad del bloqueo es tan rápida que la rectificación interna aparece como un proceso instantáneo.

La IK1 está directamente regulada por el fosfatidilinositol bifosfato (PIP2) (Huang et al., 1998) y diversas mutaciones (R67W, D71N, T75R, G146D, R189I, R218W, G300D, R312C) observadas en pacientes con síndrome de Andersen se localizan en la región de unión a PIP2 del canal Kir2.1, lo que sugiere que las alteraciones en los efectos moduladores del canal PIP2 (Donaldson et al., 2003). Las mutaciones de KCNJ2 producen efectos negativos dominantes en la corriente Kir2.1 y se han asociado con el síndrome de Andersen, una enfermedad hereditaria caracterizada por parálisis periódica, características dismórficas, prolongación del intervalo QT y arritmias ventriculares (Plaster et al., 2001). Sin embargo, la densidad de la IK1 es muy baja o indetectable en las células de los nódulos SA y AV, lo que puede explicar por qué los potenciales de membrana en reposo en estas células están mucho más despolarizados (-60 a -45 mV) que los de las células musculares circundantes (-80 a -85 mV).

b) Los canales acoplados a proteínas G (Kir3.x), que generan las corrientes de K+ activadas por la Ach (IKAch) y adenosina (IKAdo) tras estimular, respectivamente, a sus receptores M2 y A1.

c) Los canales sensibles al ATP (Kir6.x), que heteromerizan con el receptor de sulfonilureas-SUR y generan la corriente sensible a ATP (IKATP). Los niveles intracelulares fisiológicos de ATP inhiben la apertura de estos canales, lo que permite acoplar el metabolismo cardiaco a potencial de membrana (Seino y Miki, 2003; Tamargo et al., 2004). La apertura de los canales IKATP durante la isquemia o la hipoxia produce un acortamiento del PA que minimiza la salida de K+ (Tamargo et al., 2004) y podría contribuir a la cardioprotección producida por el fenómeno de precondicionamiento isquémico (Grover y Garlid, 2000).

d) Canales transportadores de K+ (Kir1.x, Kir4.x y Kir7.x).

Figura 8. A) Comparación de la topología de un canal Kir (2TM/1P) y los canales voltaje-dependientes 6TM/1P. B) Subfamilias de canales Kir.

2.1. Estructura

Los canales Kir (Kir1.x-Kir7.x) están formados por homo o heterotetrámeros de 4 subunidades α y 4 β. La subunidad a está formada por dos segmentos transmembrana (M1, M2), similares a los S5 y S6 de la familia Shaker, entre los que se dispone la región P de 30 aminoácidos en la que se encuentra la secuencia G(Y/F)G que constituye el filtro de selectividad el canal; los extremos N- y C-terminales que son citoplasmáticos (Coetzee et al., 1999; Nerbonne and Kass, 2005; Tamargo et al., 2004; Lopatin and Nichols, 2001; Seino and Miki, 2003; Doyle y cols., 1998). Aunque los canales Kir no presentan un dominio análogo al S4 de otros canales iónicos (sensor de voltaje) existe una región, denominada M0, con cierta homología y con repeticiones de residuos cargados. El dominio C-terminal también participa en la selectividad iónica y en la rectificación interna del canal y presenta una secuencia (S/T-X-V/I) que permite su unión a proteínas de anclaje (PDZ, PSD-95/SAP90) de la membrana. La rectificación interna de los canales Kir se ha atribuido a que los iones Mg2+ y algunas poliaminas (espermina, espermidina, putrescina) ocluyen el vestíbulo interno del poro tras la despolarización de la membrana. El Mg2+ bloquea los canales (KD = 10.5 µM a +30 mV), por lo que en condiciones fisiológicas ([Mg2+]i = ~0.5-2 mM) el bloqueo del estado abierto del canal es casi instantáneo.

Figura 9. Mutaciones en los canales Kir2.1 se asocian a la aparición del SQTL7 (negro), TV polimórfica catecolaminérgica (CPVT; rojo), fibrilación auricuar familiar (FAF, verde) y SQTC (SQT3; azul).  Tomado de http://what-when-how.com/cardiac-arrhythmias-new-considerations/contributions-of-ion-channels-in-cardiac-arrhythmias-the-cardiac-ion-channels-part-4

 

2.2. Otros canales Kir

A este grupo pertenecen los canales que se activan por acetilcolina o adenosina (α/β = Kir3.1/Kir3.4) de las células del nódulo SA y de las células auriculares o los que se activan cuando disminuye la concentración intracelular de ATP (α/β = Kir6.2/SUR2A), algo que sucede en situaciones de isquemia cardiaca.

Los canales cardiacos KATP son inhibidos por los niveles de ATP intracelular fisiológicos (ATPi), acoplando el metabolismo celular al potencial de membrana (Seino y Miki, 2003). Estructuralmente son octámeros heteroméricos, que resultan del ensamblaje de 4 subunidades α (Kir6.2), codificadas por el gen KCNJ11, y cuatro subunidades reguladoras SUR2A (receptor de sulfonilureas), codificadas por el gen ABCC9 (Figura 10). La subunidad SUR2A presenta 3 dominios transmembrana (TMD0, TMD1, TMD2), que contienen 5, 5 y 6 segmentos transmembrana y dos puntos de unión intracitoplasmáticos para nucleótidos (NBF-1 y NBF-2), que se localizan en el segmento que une TMD1 y TMD2 y en el extremo C-terminal (Figura) (Seino and Miki, 2003). La subunidad SUR2A confiere la sensibilidad a MgADP, sulfonilureas y agonistas de los canales de K+ (Tamargo et al., 2004). También existe un motivo de retención en el retículo endoplásmico (RKR) en la región C-terminal del canal Kir6.2 y en un bucle intracelular entre TMD1 y NBF-1 en SUR2A que evita su expresión en la superficie en ausencia de la otra subunidad.

Figura 10. Topología de los canales cardiacos KATP. Puede observarse que en distintos tejidos (células β pancreáticas: Kir6.2 + SUR1, cardiomiocitos: Kir6.2 + SUR2A y células musculares lisas: Kir6.1 + SUR2B) cambian las subunidades α y β.


La acetilcolina activa los canales KAch en las células marcapaso del nódulo SA y en las células auriculares. El canal que genera la IKAch resulta de un complejo tetramérico formado por cuatro subunidades formadoras del poro (Kir6.1 codificada por el gen KCNJ3 y Kir6.2 codificada por el gen KCNJ11) y cuatro receptores reguladores de sulfonilurea (SUR1 y SUR2A / B codificados por el ABCC8 y el gen ABCC9, respectivamente) (Billman 2008). La subunidad SUR2A causa la apertura del canal cuando está unida a MgADP o a agonistas de los canales como el diazóxido. Después de la unión de la acetilcolina a los receptores M2 muscarínicos, las subunidades de la proteína G sensible a PTX (familia Go/Gi) activan el canal KAch interactuando directamente con sus terminales N- y C-terminales citoplasmáticos. La activación de IKAch hiperpolariza el potencial de la membrana, disminuye la velocidad de disparo espontáneo de las células marcapaso de los nódulos SA y AV y retrasa la conducción a través del nódulo AV (Tamargo et al., 2004). En ratones, los canales KATP en ratones difieren según la cámara cardiaca: los canales que contienen Kir6.1/SUR2B son más prevalentes en los miocitos del sistema de conducción, mientras que los canales auriculares están formados por Kir6.2/SUR1 y los ventriculares por Kir6.2/SUR2A (Bao et al., 2011, Flagg et al., 2008).

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3. CANALES CON 4 SEGMENTOS TRANSMEMBRANA Y DOS POROS (K2P)

Estos canales son muy abundantes tanto en células excitables como no excitables (Enyedi  and Czirjak, 2010). Cada canal presenta 4 segmentos transmembrana (TMS1-4) y dos poros y sus extremos N-y C-terminales son intracelulares (Figura 11) (Miller et al., 2012; Brohawn et al., 2014; Lolicato et al., 2014; Dong et al., 2016). A diferencia de los canales Kv y Kir que se ensamblan como tetrámeros, los canales K2P existen como homodímeros o heterodímeros (Miller et al., 2012; Brohawn et al., 2014; Lolicato et al., 2014; Dong et al., 2016). Cada uno de los (dos) dominios del poro en cada subunidad a contribuye a la formación del poro (Lesage F y Lazdunski 2000; Pael y Honore 2001; O'Connel et al, 2002). El motivo G(Y/C)G convencional que confiere la selectividad al K+ se conserva en el lazo del primer poro, pero se sustituye por G(F/L)G en el segundo. Las corrientes generadas por los canales K2P muestran dependencia de voltaje y de tiempo y sus curvas I/V puedend escribirse siguiendo la ecuación de Goldman-Hodgkin-Katz (GHK), lo que sugiere que regularían el potencial de membrana en reposo y la excitabilidad celular. Hay cuatro clases de canales K2P cardiacos: TASK, TWIK, TREK y THIK.

Figura 11. Topología de los canales 4TM/2P.

Los canales K2P tienen varias características únicas (Enyedi y Czirjak, 2010). Normalmente se encuentran constitutivamente abiertos (Piechotta et al., 2011), mientras que los otros canales K+ están estrictamente regulados en sus estados cerrado y abierto. Los miembros de varias subfamilias de subunidades K2P dan lugar a corrientes selectivas de K+, pero que presentan distintas propiedades voltaje- y tiempo-dependientes y distinta selectividad a diversos moduladores, tales como pH, ácidos grasos insaturados y anestésicos anestésicos volátiles (Tamargo et al. 2004, Lesage F y Lazdunski 2000). La expresión heteróloga de TREK-1 y TASK-1 da lugar a corrientes de K+ instantáneas, no inactivadoras que muestran poca o ninguna dependencia de voltaje, lo que sugiere que estas subunidades contribuyen a las corrientes K+ de “goteo” (background) cardiacas (Tamargo et al., 2004). La superficie externa del poro juega un papel crítico en el gating de los canales K2P, en una forma que recuerda la de inactivación tipo-C de los canales Kv. Adicionalmente, se sugirió que los canales K2P también poseen una compuerta de activación interna que estaría acoplada positivamente con la compuerta exterior.

Canales K2P controlan el potencial de reposo en muchas células y ello les permite controlar directamente la excitabilidad celular. Estos canales están regulados por diversos factores voltaje-independientes, tales como parámetros fisico-químicos: pH, acidosis, temperatura, distensión mecánica o ácidos grasos insaturados (Enyedi y Czirják, 2010). La activación de las vías de señalización Gs-AMPc-PKA y Gq-PLC-DAG-PKC inhiben los canales TREK a través de la fosforilación de residuos de serina localizados en el extremo C-terminal. Los canales TREK-1 se activan a través de la vía NO-GMPc-PKG, pero el sitio de fosforilación en la PKG está ausente en TREK-2. Farmacológicamente, los canales K2P son la diana de diversos antidepresivos, anestésicos inhalatorios, agentes neuroprotectores, y estimulantes respiratorios (Tamargo et al., 2004).

 

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4. Referencias


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