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Canales voltaje-dependientes de Ca2+ tipo L  
     
 
 

En las células en reposo, la concentración intracelular de Ca2+ ([Ca2+]i) es 20.000 veces menor que su concentración en el medio extracelular (<0.1 m M vs 1- 2 mM) y el interior celular es electronegativo ( -50 a -90 mV). Es decir, que existe un gradiente electroquímico que favorece la entrada de iones Ca2+ en la célula. Durante la activación celular, la [Ca2+]i aumenta hasta 0.3-1 m M como consecuencia de la entrada de Ca2+ desde el medio extracelular a través de la membrana, bien a través de canales voltaje dependientes tipo-L (y, en mucho menor grado, del intercambiador Na+ -Ca2+) y/o de la liberación de Ca2+ desde sus depósitos intracelulares, principalmente el retículo sarcoplásmico.

La entrada de Ca2+ a través de los canales tipo-L de las células cardiacas genera una corriente de entrada de Ca2+ (ICa) que regula el acoplamiento excitación-contracción, la frecuencia de disparo del NSA, la velocidad de conducción a través del nódulo AV, la duración del potencial de acción cardíaco y ciertas formas de actividad focal arritmogénica (el automatismo anormal en fibras cardíacas isquémicas-despolarizadas y los pospotenciales tempranos generados en situaciones en las que se prolonga la duración del intervalo QT del ECG).

 

1. Estructura del canal

Los canales de Ca2+ voltaje-dependientes tipo-L son heterotetrámeros compuestos por 4 subunidades: una subunidad a 1C que forma el poro del canal ( 1C o 1D, 242 kDa) y distintas subunidades auxiliares, incluídas el dímero a 2/ d ( 175 kDa) unidas por un puente disulfuro y las subunidades b 1-3 (55-60 kDa) ( Figura) ( Nerbonne y Kass, 2005 ; Bodi y cols., 2005). Estas subunidades se condifican, respectivamente, por los genes CACNA1C o CACNA1D, CACNA2D1 o CACNA2D3 y CACNB1-3 .

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a. La subunidad α1C

Cav1.2 está formada por 2179 aminoácidos que se organizan en 4 dominios homólogos (DI-DIV), cada uno de los cuales está compuesto por 6 segmentos a -hélice transmembrana (S1-S6). Esta subunidad contiene el poro iónico, que está formado por el lazo P que une S5 y S6 en cada dominio penetra en la membrana, los filtros de selectividad, los mecanismos que regulan la cinética de apertura y cierre del canal y los puntos de unión para la subunidad b y para los bloqueantes de los canales de Ca2+ (IIIS5, III6 y IVS6). Al igual que el canal de Na+ voltaje-dependiente, se cree que la a -hélice del S4, que contiene varios residuos con cargas positivas, forma el sensor de voltaje, que se mueve en el campo transmembrana iniciando unos cambios conformacionales que modulan la condutancia del canal (Bezanilla, 2002, Caterall, 2000). La alta selectividad del canal para el Ca2+ (con respecto a otros cationes monovalentes) está relacionado con la presencia en cada uno de los lazos P de un residuo de ácido glutámico que forma una zona de alta afinidad (EEEE) por el Ca2+ (K D =500 nmol/L) análoga al locus DEKA de canales de Na+ y que conformaría el filtro de selectividad del canal ( Koch y cols., 2000). La interacción entre a 1 y la subunidad b citoplasmática se realiza entre una secuencia bien definida en la subunidad b (BID, dominio de interacción de subunidades) y el lazo intracitoplasmático ( dominio de interacción o AID) que une los dominios DI y DII en la subunidad α1 ( De Waard y cols., 1994; Pragnell y cols. 1994) . Los sitios de posible interacción entre la subunidad a y el receptor de rianodina (RyR2) del retículo sarcoplásmico se localizan en el lazo que une los dominios DII y DIII.

El largo extremo C-terminal (1854-1921) contiene 5 serinas que facilitan su fosforilación por la PKA y la CAMKII y un motivo de unión de calmodulina (CaM) Ca2+ -dependiente formado por la secuencia isoleucina-glutámico (IQ), que está implicado en la autorregulación del canal. La substitución de la isoleucina 1624 por una alanina previene la unión de la calmodulina y elimina la inactivación Ca2+ -dependiente del canal ( Zuhlke y cols., 1999). La proteína de anclaje asociada a la proteína cinasa A (AKAP15) inteactúa con el extremo C-terminal a través de un motivo que contiene leucina y que se una a la PKA cerca del sitio de fosforilación (serine1928) ( Hulme JT 2003). La activación de los receptores b -adrenérgicos aumenta marcadamente la ICa y para ello se requiere su fosforilación por la PKA anclada al canal a través de la AKAP 15. La interrupción del anclaje de la PKA a los canales Cav1.2 inhibe marcadamente la regulación de los cnales Cav1.2 canales a través de la vía de la PKA. El extremo C-terminal se escinde de la subunidad a 1 y puede formar un complejo con la subunidad truncada α1C a través de los dominios reguladores proximal y distal (PCRD y DCRD) del extremo C-terminal, actuando como un dominio de autoinhibición. La formación del complejo de autoinhibición reduce en gran medida la eficiencia de acoplamiento del sensor de voltaje y la apertura del canal y desplaza la dependencia de voltaje del proceso de activación a potenciales más positivos ( Hulme JT 2006). E l N-terminal contiene un punto de fosforilación para la PKC y un punto de unión con la subunidad b (AID).

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b. La subunidad ß

Se han identificado 4 subunidades ß ( b 1-4, 55 kDa) codificadas por los genes CACNB1 , CACNB2 , CACNB3, and CACNB4 , respectivamente. La subunidad ß 2 parece ser la más prominente expresa en el corazón ( Pérez-Reyes et al., 1992) y se une a través de una secuencia BID altamente conservada a la subunidad a a nivel del motivo BID situados en el lazo intracitoplasmático que une los dominios DI y DII en la subunidad α1 ( Pragnell y cols. 1994). Su función es regular la expresión de los canales tipo-L en la superficie de la membrana. La coexpresión de las subunidades ß y α1C aumenta hasta 10 veces la amplitud de la ICa por aumentar la expresión del canal en la superficie del sarcolema y estabilizar el complejo a 1- b a este nivel, aumentar la probabilidad de apertura del mismo, por acelerar la cinética de activación/inactivación del canal, incrementar el número de sitios de unión de alta afinidad para las dihidropiridinas y, finalmente, regular la modulación del canal de Ca2+. inducido por la estimulación ß -adrenérgica ( Mikala et al, 1998, Yamaguchi et al, 1998; Wei et al, 2000). La subunidad ß también antagoniza una señal de retención del retículo endoplásmico situada en el lazo DI-DII de la subunidades α1, facilitando el tráfico intracelular de subunidades α1C hacia la membrana plasmática ( Bichet et al., 2000).

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c. Las subunidades α2 y δ

La subunidad α2d (143 kDa), codificada por los genes CACNA2D1, CACNA2D2, CACNA2D3 y CACNA2D4, se transcribe a partir de un único gen, traducido y procesado proteolíticamente en dos subunidades: α2(N-terminal) y d (C-terminal) que permanecen unidas a través de puentes disulfuro. La subunidad dominio a 2 está localizada extracelularmente, mientras que la subunidad d está compuesta por un único segmento transmembrana y por una pequeña porción intracelular. La coexpresión del complejo α2δ con la subunidad duplica la expresión de los sitios de unión de las dihidropiridinas, corrientes de gating y la amplitud de la ICa ( Nerbonne y Kass, 2005), desplaza la dependencia de voltaje de la activación y acelera los procesos de activación e inactivación del canal ( Bangalore et al, 1996;. Gurnett et al, 1996;. Singer et al, 1991 ; Varadi y cols., 1991; Hofmann y cols., 1994; Mori y cols. 1996). Se ha sugerido que el dominio d produce los cambios cinéticos mientras que el domino α2es responsable del aumento de la expresión del canal en la membrana ( Nerbonne y Kass, 2005).

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Figura: (A) ICa,L registrada en miocitos auriculares humanos tras la aplicación del protocolo que se muestra en la parte superior. Tomada de Van Wagoner y cols., 1999. (B) Cav1.2, ß 2 y α2/d 1 (Delpón y Tamargo. Nótese la diferencia de escala temporal entre los trazos de corriente de ambos paneles.

2. Cinética del canal

Los canales tipo-L se activan-abren cuando se despolariza el potencial de membrana a valores positivos a -30 mV y la corriente alcanza su máxima amplitud entre 0 y +10 mV.

Por tanto, se activan-abren durante la despolarización de la membrana y persisten abiertos durante toda la fase 2 del potencial de acción cardíaco, generando una corriente de entrada de Ca2+ o ICa . La activación y la inactivación son relativamente lentas, alcanzándose el pico máximo al cabo de 1-5 ms y siendo la t inact > 500 ms.

La superposición de las curvas de activación e inactivación indica la existencia de una "ventana de ventana". Cuando el PA cardíaca se prolonga de forma excesiva (prolongación del intervalo QT) en potencial de membrana entra en un rango de potenciales (comprendido entre -15 y -40 mV) en el que la ICa que ha sido inactivada en gran parte durante la fase de meseta del PA puede ser parcialmente reactivada según la [Ca2+]i disminuye. Esta reactivación puede causar u na despolarización neta del potencial de membrana e inducir pospotenciales tempranos y actividad desencadenada focal ( triggered focal activity ).

La inactivación del canal de Ca2+ es un proceso regulado por dos mecanismos: existe una inactivación dependiente de la [Ca2+]i y una inactivación dependiente de voltaje (Kass y Sanguinetti, 1984; Lee y cols., 1985). El inactivación Ca2+ - dependiente es un proceso fisiológico que proporciona un mecanismo regulador que evitaría una sobrecarga de Ca2+ en los cardiomiocitos. La calmodulina parece jugar un papel central en este proceso. La calmodulina parece estar unida a la porción C-terminal de la subunidad α1C en reposo, cerca del motivo IQ y actúa como un sensor de α1C . Durante la despolarización el Ca2+ entra en las células y se une con una alta afinidad a los puntos de unión de la calmodulina, lo que reduce la inhibición que el motivo EF-mano ejerce sobre el lazo de unión entre los dominios DI-DII (la partícula bloqueante del canal); ello que permite su interacción con el poro y produce la inactivación del canal (Kim et al., 2004).

La recuperación de la inactivación es también un proceso voltaje y Ca2+ dependiente que se produce muy rápidamente cuando el potencial de membrana se repolariza casi por completo, aunque a cualquier nivel de potencial de membrana el proceso se retrasa si la [ Ca2+]i permanece elevada. L a combinación de una reducción lenta e incompleta de la [Ca2+]i duran te la diástole y un acortamiento de los intervalos diastólicos, algo que a menudo se observa en pacientes con insufciencia cardiaca o FA, disminuye la disponibilidad ICa .

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Figura.ICa,L registrada en miocitos auriculares humanos

 

3. Channelopatias

Las mutaciones en el gen CACNA1C que codifica la subunidad a Cav1.2 aparecen en pacientes con SQTL8 (síndrome de Tymotthy), SBr3, SQTC4 y SRT2; las mutaciones en el gen CACNA2D1 que codifica la subunidad α2δ en pacientes SQTC6 y en el SRT4 y las mutaciones en el gen CACNB2B que codifican la subunidad β2 en el SBr4, el SQTC5 y el SRT3.

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4. Referencias

Bezanilla F. Voltage sensor movements. J Gen Physiol 2002;120:465-473.

Bodi I , Mikala G , Koch SE , et al. The L-type calcium channel in the heart: the beat goes on. J Clin Invest. 2005 ;115:3306-3317.

Catterall WA . Structure and regulation of voltage-gated Ca2+ channels. Annu. Rev. Cell Dev. Biol . 2000; 16 :521-555.

Caterall WA . Voltage-gated calcium channels. Cold Spring Harb Perspect Biol . 2011;3(8):a003947

Davies A, Hendrich J, Van Minh AT, et al. Functional biology of the alpha2-delta sununits of voltage-gated calcium channels. Trends Pharmacol Sci 2007;28:220-228.

Dolphin AC. G protein modulation of voltage-gated Calcium channels. Phamacol Rev 2003;55:607-627.
Hering S, Berjukow S, Aczel S, et al. Ca2+ channel block and inactivation: common molecular determinants. Trends Pharmacol. Sci . 1998; 19 :439-44

Kass RS, Sanguinetti MC. Inactivation of calcium channel current in the calf cardiac Purkinje fiber. Evidence for voltage- and calcium-mediated mechanisms. J Gen Physiol 1984;84:705-726

Kim J, Ghosh S, Nunziato DA, et al. Identification of the components controlling inactivation of voltage-gated Ca2+ channels. Neuron 2004a;41:745-754.

Koch SE, Bodi I, Schwartz A, Varadi G. Architecture of Ca2+ channel pore-lining segments revealed by covalent modification of substituted cysteines. J Biol Chem 2000;275:34493-34500

Hockerman GH, Peterson BZ, Johnson BD, et al. Molecular determinants of drug binding and action on L-type calcium channels. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 1997; 37 :361-396.

Lee KS, Marbán E, Tsien RW. Inactivation of calcium channels in mammalian heart cells: joint dependence on membrane potential and intracellular calcium. J Physiol (Lond.) 1985;364:395-411.

Nerbonne JM, Kass RS. Molecular physiology of cardiac repolarization. Physiol Rev 2005;85:1205-125

Mikala G, Klockner U, Varadi M, et al. cAMP-dependent phosphorylation sites and macroscopic activity of recombinant cardiac L-type calcium channels. Mol Cell Biochem 1998;185:95-109.

Pragnell M, De Waard M, Mori Y, et al. Calcium channel betasubunit binds to a conserved motif in the I-II cytoplasmic linker of the alpha 1-subunit. Nature 1994;368:67-70.

Zuhlke RD , Pitt GS, Deisseroth K, et al. Calmodulin supports both inactivation and facilitation of L-type calcium channels. Nature 1999;399:159-162.

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